《热带作物学报》2023年第11期

发布时间:2023-12-12 | 杂志分类:其他
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《热带作物学报》2023年第11期

《热带作物学报》第一届青年编委会名单为了更好地吸纳优秀青年学者,进一步提升《热带作物学报》的办刊水平和学术影响力,通过编委推荐、个人自荐、定向邀请等方式,最终遴选出 80 位青年学者组建成第一届青年编委会。名单如下:巴良杰 贵阳学院 曹 森 贵阳学院陈 勋 湖北省农业科学院果树茶叶研究所 陈梅春 福建省农业科学院农业生物资源研究所邓小敏 中国热带农业科学院橡胶研究所 董廷发 西华师范大学董文江 中国热带农业科学院香料饮料研究所 范春节 中国林业科学研究院热带林业研究所龚 亮 中国科学院华南植物园 龚 霄 中国热带农业科学院农产品加工研究所郭 磊 西南林业大学生命科学学院 韩丙军 中国热带农业科学院分析测试中心何 璐 云南省农业科学院热区生态农业研究所 何芳练 广西农业科学院蔬菜研究所胡 伟 中国热带农业科学院热带生物技术研究所 黄亚成 六盘水师范学院江锡兵 中国林业科学研究院亚热带林业研究所 姜建福 中国农业科学院郑州果树研究所蒋凌雁 海南大学热带作物学院 纠松涛 上海交通大学农业与生物学院兰孟焦 江西省农业科学院作物研究所 雷金睿 海南省林业科学研究院李 丽 广西农业科学院亚热带作物... [收起]
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《热带作物学报》2023年第11期
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《热带作物学报》第一届青年编委会名单

为了更好地吸纳优秀青年学者,进一步提升《热带作物学报》的办刊水平和学术影响力,通过编委推荐、

个人自荐、定向邀请等方式,最终遴选出 80 位青年学者组建成第一届青年编委会。名单如下:

巴良杰 贵阳学院 曹 森 贵阳学院

陈 勋 湖北省农业科学院果树茶叶研究所 陈梅春 福建省农业科学院农业生物资源研究所

邓小敏 中国热带农业科学院橡胶研究所 董廷发 西华师范大学

董文江 中国热带农业科学院香料饮料研究所 范春节 中国林业科学研究院热带林业研究所

龚 亮 中国科学院华南植物园 龚 霄 中国热带农业科学院农产品加工研究所

郭 磊 西南林业大学生命科学学院 韩丙军 中国热带农业科学院分析测试中心

何 璐 云南省农业科学院热区生态农业研究所 何芳练 广西农业科学院蔬菜研究所

胡 伟 中国热带农业科学院热带生物技术研究所 黄亚成 六盘水师范学院

江锡兵 中国林业科学研究院亚热带林业研究所 姜建福 中国农业科学院郑州果树研究所

蒋凌雁 海南大学热带作物学院 纠松涛 上海交通大学农业与生物学院

兰孟焦 江西省农业科学院作物研究所 雷金睿 海南省林业科学研究院

李 丽 广西农业科学院亚热带作物研究所 李春牛 广西农业科学院花卉研究所

李其利 广西农业科学院植物保护研究所 李婷玉 海南大学热带作物学院

廖永林 广东省农业科学院植物保护研究所 林耀盛 广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所

林玉玲 福建农林大学 刘 辉 中国热带农业科学院橡胶研究所

刘 姣 中国热带农业科学院热带生物技术研究所 刘龙祥 滨州学院

刘攀道 中国热带农业科学院品资所 刘小金 中国林业科学研究院热带林业研究所

陆小静 中国热带农业科学院品资所 齐国君 广东省农业科学院植物保护研究所

司成成 海南大学 宋 荣 湖南省农业科学院农业环境生态研究所

孙少龙 华南农业大学资源环境学院 王 术 暨南大学

王 卓 中国热带农业科学院热带生物技术研究所 王飞权 武夷学院茶与食品学院

王甲水 中国热带农业科学院海口实验站 王芹芹 河南农业大学

王庆莲 山东省农业科学院果树研究所 王释婕 中国热带农业科学院环境与植物保护研究所

王守创 海南大学热带作物学院 王顺利 中国农业科学院蔬菜花卉研究所

王小玲 江西省科学院 王中堂 山东省农业科学院果树研究所

吴 恒 国家林业和草原局西南调查规划院 吴红淼 安徽农业大学资源与环境学院

伍艳芳 江西省林业科学院 谢春平 琼台师范学院理学院

谢国芳 贵州大学 谢普军 中国林业科学研究院林产化学工业研究所

徐胜涛 云南省农业科学院农业环境资源研究所 严华兵 广西农业科学院经济作物研究所

杨春霞 云南省热带作物科学研究所 杨虎彪 中国热带农业科学院品资所

杨建波 右江民族学院 杨腊英 中国热带农业科学院环境与植物保护研究所

杨运良 山西农业大学棉花研究所 叶 康 上海辰山植物园

尹 玲 广西农业科学院 俞振明 浙江中医药大学

曾兰亭 中国科学院华南植物园 张 飞 南京农业大学园艺学院

张 静 山西农业大学园艺学院 张江周 福建农林大学

张明洁 海南省气候中心 张文宇 江苏省农业科学院

张雪春 西南林业大学生命科学学院 张雪芹 福建省亚热带植物研究所

张彦军 中国热带农业科学院香料饮料研究所 张玉苗 滨州学院

张正科 海南大学 赵 明 广西农业科学院生物技术研究所

赵孟良 青海大学 郑 华 广西农业科学院亚热带作物研究所

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热带作物学报

2023 年 11 月 第 44 卷 第 11 期

(月刊 1980 年创刊)

主管单位

中国科学技术协会

主办单位

中国热带作物学会

中国热带农业科学院

中国科技出版传媒股份有限公司

承办单位

中国热带农业科学院科技

信息研究所

《热带作物学报》编委会

主 编 邹学校 郭安平

副主编 蒋跃明 缪卫国

彭 政 徐明岗

杨礼富 钟广炎

编 委(按姓名拼音排序)

蔡昆争 陈东奎 陈厚彬

陈昆松 陈松笔 陈业光

陈业渊 戴好富 戴雄泽

范源洪 郭建春 郝朝运

何朝族 何龙飞 何新华

黄华孙 黄毅斌 金志强

孔垂华 赖钟雄 雷朝云

李从发 李富生 李洪雯

李积华 李开绵 刘 波

刘国道 彭 明 盛 军

汤 浩 唐朝荣 田维敏

王建武 王 瑛 王振中

翁启勇 易克贤 尹俊梅

余传源 曾宋君 詹儒林

张述宽 张跃彬 张治礼

周而勋

编委会主任 杨礼富

编辑部主任 黄东杰

责任编辑 黄东杰 孙海燕

英文审校 张运雄

编 务 董定超

出版单位 《热带作物学报》

编辑部

电子信箱 rdzx136@163.com

联系电话 0898-66989102

0898-66890382

地 址 海南省海口市

龙华区学院路

4 号(571101)

中国标准连

续出版物号

出版日期 每月 25 日

印刷单位 海口新明印刷有限

公司

发行范围 国内外公开发行

国内发行 中国邮政集团有限

公司海南省报刊

发行局

海外发行 中国国际图书贸易

集团有限公司

邮发代号 84-29

海外发行代号 BM 8915

广告发布登记 海市监广登字[2019]021 号

定 价 50.00 元

网 址 www.rdzwxb.com

声 明:

1. 本刊来稿采用中国知网学术不端文献检测系统检测,且文稿均

经同行专家匿名评审,请作者周知。

2. 本刊已入编中国知网、万方等系列数据库,其收录论文作者著

作权使用费与本刊稿酬一次给付。凡不同意编入该系列数据库的

稿件,请在来稿时声明。本刊所载文章版权归本编辑部所有。

CHINESE JOURNAL OF

TROPICAL CROPS

(Monthly, established in 1980)

Nov. 2023, Vol. 44, No. 11

Supervised by

China Association for Science

and Technology

Sponsored by

China Society of Tropical

Crops

Chinese Academy of Tropical

Agricultural Sciences

China Science Publishing &

Media Ltd.

Editor-in-Chief

ZOU Xuexiao

GUO Anping

Vice Editor-in-Chief

JIANG Yueming

MIAO Weiguo

PENG Zheng

XU Minggang

YANG Lifu

ZHONG Guangyan

Website www.rdzwxb.com

E-mail rdzx136@163.com

Tel 0898-66989102

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热带作物学报

REDAI ZUOWU XUEBAO

2023 年 11 月 第 44 卷 第 11 期 (月刊 1980 年创刊)

目 次

兰花科学专题

兰花诱变育种研究进展 ............................................................. 罗维宇,宿庆连,曾瑞珍,袁 赟 ,魏 倩,张志胜(2135)

蝴蝶兰抽梗影响因素及调控方法研究进展 ............贺雅萍,肖文芳,陈和明,吕复兵, 石娟,艾 妟 叶,李 佐(2149)

兜兰属植物菌根真菌研究进展................................................. 黎艺璇,房 林,陈 红,李 琳,吴坤林,曾宋君(2157)

基于广泛靶向代谢组学技术的不同花色秋石斛中花青素差异分析

.......................................................................................................武美卿,廖 易,陆顺教,殷涵泰,余文刚,李崇晖(2167)

mRNAs/microRNAs 调控网络探索石斛花型差异分子机理研究

.....................................................臧 睿,陈 宇,赵 美,郝玉恒,敖 叠,李凯莉,方诗迪,赵奇明,和凤美(2179)

一心维纳斯蝴蝶兰花香物质合成相关基因 RT-qPCR 内参基因筛选

......................................................................................章杨婷,张燕萍,黄静妍,王文君,童 妍,赵 凯,周育真(2188)

藏南蝴蝶兰——中国蝴蝶兰属一未详知种

.................... 董 旭,徐世松,杨虎彪,王清隆,袁浪兴,刘 震,王祝年,杨光穗,尹俊梅,王家保,黄明忠(2196)

四川格西沟国家级自然保护区兰科植物多样性与分布格局研究

.................................... 郑 炜,晏 启,施要强,伍小刚,李 刚,刘胜祥,李八斤,张 惠,谢贵模,杨绍平(2199)

基于 SSR 标记的西南地区野生带叶兜兰资源遗传多样性分析

.....................................................徐 言,陈之光,徐玉凤,葛 红,杨树华,赵 鑫,寇亚平,于晓南,贾瑞冬(2208)

基于流式细胞术的兰属杂交后代倍性鉴定 ............ 冷青云,陆锦萍,黄少华,徐世松,李海燕,牛俊海,尹俊梅(2219)

基于表型的蝴蝶兰花色数量分类............................................. 王世尧,张 果,杨书才,蒋拴丽,王瑞华,王 俊(2227)

兰科蒙自兰快速繁殖和试管开花的研究 ..................................................................................邵 丽,曾歆花,黄卫昌(2236)

组学与生物技术

巴西橡胶树 ACA/ECA 基因家族鉴定及分析......... 杨晶晶,方永军,张鸿韬,龙翔宇,秦云霞,阳江华,肖小虎(2244)

芒果 MiNAC7 基因的表达模式及在开花和非生物逆境胁迫应答中的功能分析

......................................................................黄 星,徐欢欢,黎开奖,何新华,夏黎明,陆婷婷,梁容真,罗 聪(2256)

流式细胞术估测胡椒属植物基因组大小方法的建立及应用

..................................................................... 伍宝朵,胡丽松,冯楗雄,范 睿,郭 芬,吉训志,郝朝运,闫 林(2265)

基于转录组测序的斑地锦内参基因筛选及验证.....................许建丰,桂明明,张永康,尧子钊,黄胜和,饶泽昌(2273)

种质资源与遗传育种

橡胶树杂交 F1 代抗病种质鉴选及其抗病性分析........... 李博勋,黄贵修,和丽岗,蔡吉苗,冯艳丽,余文才,刘忠亮(2281)

基于 SSR 荧光标记的杧果种质资源遗传多样性分析及分子身份证构建

................................................................ 唐玉娟,罗世杏,黄国弟,宋恩亮,李日旺,赵 英,张 宇,莫永龙,唐莹莹(2292)

以外种皮珠孔组织为外植体的胡椒体细胞胚再生研究

......................................................................................丁雅雯,代金福,岑 怡,范 睿,伍宝朵,郝朝运,胡丽松(2305)

13 份金花茶种质资源的叶片性状分析 ....................................................张红勐,高 园,杨自云,陈龙清,吴 田(2312)

作物栽培与生理生化

膜下滴灌减量施肥对甘蔗农艺性状、产量和养分利用率的影响 ............ 彭李顺,曹峥英,蔡文伟,甘仪梅,杨本鹏(2322)

台湾独蒜兰生长发育过程中源库关系转换研究....韩 茹,游 乐,江鸣涛,汪得凯,陈 妮,翟俊文,吴沙沙(2330)

间歇淹水和氨氮胁迫对 3 种园林植物形态与生理的影响特征

...................................................................................................... 蓝苹予,荣 航,姚作芳,杨钙仁,刘 莲,何铁光(2343)

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CHINESE JOURNAL OF TROPICAL CROPS

Nov. 2023 Vol. 44 No. 11 (Monthly, established in 1980)

CONTENTS

Special Topic of Orchid Science

Advances in Mutagenesis Breeding Research of Orchids

..............................................................LUO Weiyu, SU Qinglian, ZENG Ruizhen, YUAN Yun, WEI Qian, ZHANG Zhisheng(2135)

Research Progress on Influencing Factors and Regulatory Methods of Phalaenopsis Spiking

............................................................HE Yaping, XIAO Wenfang, CHEN Heming, LYU Fubing, YAN Shijuan, AI Ye, LI Zuo(2149)

Research Advance in Mycorrhiza of Paphiopedilum

...................................................................................LI Yixuan, FANG Lin, CHEN Hong, LI Lin, WU Kunlin, ZENG Songjun(2157)

Metabolomics Analysis of Anthocyanin in Different Flower Colors of Phalaenopsis-Type Dendrobium

.......................................................................... WU Meiqing, LIAO Yi, LU Shunjiao, YIN Hantai, YU Wengang, LI Chonghui(2167)

Differential Molecular Mechanism of Dendrobium Flower Pattern Using mRNAs/microRNAs Regulatory Network

......................ZANG Rui, CHEN Yu, ZHAO Mei, HAO Yuheng, AO Die, LI Kaili, FANG Shidi, ZHAO Qiming, HE Fengmei(2179)

Selection of Suitable RT-qPCR Reference Genes for Floral Scent Biosynthesis in Phalaenopsis I-Hsin Venus

................... ZHANG Yangting, ZHANG Yanping, HUANG Jingyan, WANG Wenjun, TONG Yan, ZHAO Kai, ZHOU Yuzhen(2188)

Phalaenopsis arunachalensis, a Little Known Species of Phalaenopsis in China

............................. DONG Xu, XU Shisong, YANG Hubiao, WANG Qinglong, YUAN Langxing, LIU Zhen, WANG Zhunian,

YANG Guangsui, YIN Junmei, WANG Jiabao, HUANG Mingzhong(2196)

Diversity and Distribution Pattern of Orchids in Gexigou National Nature Reserve, Sichuan, China

................................ZHENG Wei, YAN Qi, SHI Yaoqiang, WU Xiaogang, LI Gang, LIU Shengxiang, LI Bajin, ZHANG Hui,

XIE Guimo, YANG Shaoping(2199)

Genetic Diversity of Wild Paphiopedilum hirsutissimum Populations in Southwest China with SSR Markers

.........XU Yan, CHEN Zhiguang, XU Yufeng, GE Hong, YANG Shuhua, ZHAO Xin, KOU Yaping, YU Xiaonan, JIA Ruidong(2208)

Ploidy Identification of Cymbidium Hybrid Seedlings by Flow Cytometry

.......................................... LENG Qingyun, LU Jinping, HUANG Shaohua, XU Shisong, LI Haiyan, NIU Junhai, YIN Junmei(2219)

Numerical Classification of Phalaenopsis Flower Colour Based on Phenotype

.......................................................WANG Shiyao, ZHANG Guo, YANG Shucai, JIANG Shuanli, WANG Ruihua, WANG Jun(2227)

Rapid Multiplication and in vitro Flowering of Mengzia foliosa (King & Pantl.) W.C. Huang, Z.J. Liu & C. Hu (Orchidaceae)

.............................................................................................................................. SHAO Li, ZENG Xinhua, HUANG Weichang(2236)

Omics & Biotechnology

Identification and Analysis of ACA/ECA Gene Family in Hevea brasiliensis

........ YANG Jingjing, FANG Yongjun, ZHANG Hongtao, LONG Xiangyu, QIN Yunxia, YANG Jianghua, XIAO Xiaohu(2244)

第6页

CHINESE JOURNAL OF TROPICAL CROPS

Nov. 2023 Vol. 44 No. 11 (Monthly, established in 1980)

Expression and Function Analysis of a MiNAC7 Gene in Response to Flowering and Abiotic Stress in Mango

........ HUANG Xing, XU Huanhuan, LI Kaijiang, HE Xinhua, XIA Liming, LU Tingting, LIANG Rongzhen, LUO Cong(2256)

Establishment and Application of a Method for Genome Size Estimation of Piper L. Using Flow Cytometry

............................WU Baoduo, HU Lisong, FENG Jianxiong, FAN Rui, GUO Fen, JI Xunzhi, HAO Chaoyun, YAN Lin(2265)

Selection and Verification of the Reference Genes of Euphorbia maculata Based on Transcriptome Sequencing

................................. XU Jianfeng, GUI Mingming, ZHANG Yongkang, YAO Zizhao, HUANG Shenghe, RAO Zechang(2273)

Germplasm Resources, Genetics & Breeding

Selection and Analysis of Disease-Resistant Germplasms in Hybrid F1 Generations of Rubber Tree

...............................................LI Boxun, HUANG Guixiu, HE Ligang, CAI Jimiao, FENG Yanli, YU Wencai, LIU Zhongliang(2281)

Genetic Diversity Analysis and Molecular ID Construction of Mango Germplasm Based on SSR Fluorescence Markers

.................................................TANG Yujuan, LUO Shixing, HUANG Guodi, SONG Enliang, LI Riwang, ZHAO Ying,

ZHANG Yu, MO Yonglong, TANG Yingying(2292)

Somatic Cmbryogenesis of Piper nigrum L. Through Micropylar Tissues of Episperm

................................................... DING Yawen, DAI Jinfu, CEN Yi, FAN Rui, WU Baoduo, HAO Chaoyun, HU Lisong(2305)

Analysis of Leaf Character of Thirteen Germplasm Resources of Camellia sect. Chrysantha

.................................................................... ZHANG Hongmeng, GAO Yuan, YANG Ziyun, CHEN Longqing, WU Tian(2312)

Plant Cultivation, Physiology & Biochemistry

Effects of Reduced Fertilization on Main Agronomic Traits, Yield and Fertilizer Utilization Rate of Sugarcane under Mulched

Drip Fertigation System

...................................................................PENG Lishun, CAO Zhengying, CAI Wenwei, GAN Yimei, YANG Benpeng(2322)

Source-sink Exchange During the Growth and Development of Pleione formosana

............................................. HAN Ru, YOU Le, JIANG Mingtao, WANG Dekai, CHEN Ni, ZHAI Junwen, WU Shasha(2330)

Effects of Intermittent Flooding and Ammonia Nitrogen Stress on Morphology and Physiology of Excoecaria cochinchinensis,

Nerium oleander, Fagraea ceilanica

......................................................... LAN Pingyu, RONG Hang, YAO Zuofang, YANG Gairen, LIU Lian, HE Tieguang(2343)

CN 46-1019/S*1980*m*A4*220*zh*P*¥50.00*300*23*2023-11

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热带作物学报 2023, 44(11): 21352148

Chinese Journal of Tropical Crops

收稿日期 2023-08-15;修回日期 2023-10-07

基金项目 广州市农业农村局项目(No. 23105372);广州市科技计划项目(No. 2023B03J1376,No. 2023B03J1309)。

作者简介 罗维宇(1998—),男,硕士研究生,研究方向:兰花育种。*通信作者(Corresponding author):张志胜(ZHANG

Zhisheng),E-mail:zszhang@scau.edu.cn。

兰花诱变育种研究进展

罗维宇1

,宿庆连2

,曾瑞珍1

,袁 赟2

,魏 倩1

,张志胜1,3*

1. 华南农业大学林学与风景园林学院,广东广州 510642;2. 广州花卉研究中心,广东广州 510360;3. 国家植物

航天育种工程技术研究中心,广东广州 510642

摘 要:诱变育种是一种快速有效的育种方法,对观赏植物品种改良具有特别重要的意义。兰花具有很高的观赏价值、

药用价值、食用价值和/或文化价值,市场前景广阔。已有研究表明,诱变可以引起兰花株型、叶部性状、花朵数、花

朵大小、花型、花色、开花期、观赏期、抗虫性、抗病性、抗逆性等性状的改变,迄今至少已获得 930 个突变体和 16

个新品种。本文对兰花诱变育种研究进行综述,旨在明确兰花诱变育种现状和影响兰花诱变育种效果的因素,总结兰

花诱变机理,找出进一步提高兰花诱变育种效率和效果的方法,为更好地利用诱变育种技术培育兰花新品种,深入阐

明兰花诱变机理提供参考。

关键词:兰花;诱变育种;突变体;品种;研究进展

中图分类号:S682.31 文献标识码:A

Advances in Mutagenesis Breeding Research of Orchids

LUO Weiyu1

, SU Qinglian2

, ZENG Ruizhen1

, YUAN Yun2

, WEI Qian1

, ZHANG Zhisheng1,3*

1. College of Forestry and Landscape Architecture, South China Agricultural University, Guangzhou, Guangdong 510642, China; 2.

Guangzhou Flower Research Center, Guangzhou, Guangdong 510360, China; 3. National Engineering Research Center of Plant

Space Breeding, Guangzhou, Guangdong 510642, China

Abstract: Mutagenesis breeding is a fast and effective breeding method, which has special important significance for the

improvement of ornamental plant varieties. Orchids have important ornamental, medicinal, edible andor cultural value,

and broad market prospects. Studies have shown that mutagenesis causes the character changes including plant type, leaf

character, flower number, flower size, flower type, flower color, flowering time, ornamental period, insect resistance, disease resistance, stress resistance in orchids, and to date, at least 930 mutants and 16 new orchid cultivars have been generated. This paper reviews the achievements of mutagenesis breeding research in orchids, clarifies current situation and factors affecting the effect of orchid mutation breeding, summaries mutation mechanism of orchids, and finds the methods to

further improve the efficiency and effect of orchid mutation breeding. It would provide references for creating new varieties of orchids by better utilizing mutation breeding technology and further clarifying the mutation mechanism of orchids.

Keywords: Orchidaceae; mutagenesis breeding; mutant; cultivar; research progress

DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2023.11.001

兰花是兰科(Orchidaceae)的总称,具有很

高的观赏价值、药用价值、食用价值和或文化价

值,深受世界各国人们的喜爱。迄今,已鉴定出

兰科植物 27 801 种,899 属[1],在英国皇家学会

登录的集体杂种超过 15 万个。在我国,传统意义

上的兰花是指兰科兰属(Cymbidium)植物,特别

是其中的地生种类,也就是今天的国兰。兰花是

中国传统十大名花之一,是世界著名的观赏植物,

也是当今生物学领域研究生命和进化的理想模式

植物。

第8页

2136 热带作物学报 第 44 卷

新品种选育是兰花产业高质量发展的基础。

兰花新品种选育的主要方法有引种驯化、选择育

种、杂交育种、诱变育种和倍性育种等。诱变育

种是指通过人为控制化学、物理因素诱导植物,

使其发生遗传变异,从可遗传变异性状中挑选出

有利目标性状,最终培育出新品种或种质资源的

方法[2],具有育种年限短、突变方向不确定、突

变范围广、可以产生特殊变异等特点。自 1979 年

KOZLOWSKA-KALISZ[3]使用 γ 射线辐照兰花以

来,兰花诱变育种取得了巨大进步,获得了一批

叶色叶型、花色花型改变以及抗性提升等特性的

突变体。本文对兰花诱变育种研究进行综述,旨

在明确兰花诱变育种现状和影响兰花诱变育种效

果的因素,总结兰花诱变机理,找出进一步提高

兰花诱变育种效率和效果的方法,为更好地利用

诱变育种技术培育兰花新品种,深入阐明兰花诱

变和进化机理提供参考。

1 兰花诱变方法

兰花诱变方法主要包括物理诱变、化学诱变、

空间诱变,这 3 类诱变方法在兰花育种中均有研究

报道,其中物理诱变的研究报道最多,成效最大。

1.1 物理诱变

物理诱变育种是指利用物理因素诱导动植物

的遗传特性发生变异,再从变异群体中选择符合

人们某种要求的单株或个体,进而培育成新的品

种或种质的育种方法[4]。迄今,至少已在兰属、

蝴蝶兰属、石斛兰属等 13 个属 44 种兰花中开展

了物理诱变育种研究,获得突变体 716 个,培育

出小兰屿蝴蝶兰飞兰等兰花新品种 12 个(表 1),

其中 5 个来自突变体库(The Mutant Varieties

Database of the International Atomic Energy Agency, IAEA)。

用于兰花辐照的辐照源有 γ 射线[3, 5-66]、重离

子束[55, 67-74]、快中子[75-76]和紫外线[77]等。60Co-γ

射线是最常用的辐照源,近年来,采用重离子束

辐照逐渐增多,与 γ 射线辐射相比,碳重离子辐

照的植株突变频率更高,突变谱更宽[78]。LUAN

等[55]分别使用 60Co-γ 射线和 12C6+重离子辐照 2

种蝴蝶兰,在 60Co-γ 射线辐照的 2 种蝴蝶兰中均

未发现变异系,而在 12C6+重离子(3 Gy)辐照的

2 种样本中筛选出 24 个变异系。

除了辐照源外,辐照材料、剂量和剂量率也

是影响兰花辐照效果的重要因素。在兰花诱变育

种中,多数研究人员将半致死剂量(LD50)作为

最佳诱变剂量,采用的诱变材料多为原球茎、类

原球茎和根状茎。不同种、品种、辐照材料的 LD50

不同,因此在兰花诱变育种中,确定辐照材料的

LD50 值十分重要。兰花根状茎辐照后,有时不同

剂量处理后的材料均能存活,但生长停滞。因此,

当无法用半致死量对辐射诱变效果进行评估时,

有使用半减少剂量(the 50% reduction dose, RD50)

作为最佳诱变剂量的报道[21, 23]。

物理诱变引起兰花株型、株高、分蘖性,叶

数、叶形、叶色、花序、花数、花型、花色、花

期,抗病性、抗虫性、组培快繁特性等性状的变化

(表 1)。其中叶色突变出现的频率最高,表明通

过物理诱变选育兰花叶色变异新品种的成功率高。

表 1 物理诱变在兰花育种中的应用

Tab. 1 Application of physical mutagenesis in orchid breeding

辐照源

Radiation

source

种类

Species

辐射材料

Irradiated

material

辐射结果

Radiation result

参考文献

Reference

γ 射线 春剑 Cym. longibracteatum 根状茎 RD50为 20 Gy;再生植株主要表现为叶色失绿变淡,获得 1 个叶艺突变体 [5-6]

γ 射线 寒兰 Cym. kanran 根状茎 LD50为 80.30 Gy;再生植株叶片数减少、植株瘦弱低矮黄化、叶片黄化等 [7]

γ 射线 墨兰 Cym. sinense 根状茎 RD50为 10 Gy;低剂量(5 Gy)增加可溶性蛋白质含量和 POD 活性、促

进根状茎的生长,高剂量(10 Gy 以上)则抑制其生长甚至导致死亡

[8]

γ 射线 春兰 Cym. goeringii 根状茎 LD50为 20 Gy;高剂量(30 Gy 以上)抑制增殖与分化,获得 4 株叶片边

缘白化苗

[9]

γ 射线 建兰 Cym. ensifolium

墨兰 Cym. sinense

幼芽 LD50为 16~18 Gy;再生植株矮化变粗,叶片短小、扭曲等,获得矮小和

叶片嵌有金色线条的变异单株

[10]

γ 射线 春兰 Cym. goeringii 成熟植株 产生斑缟艺、片缟艺、中斑艺、粉斑艺等叶艺突变体 [11]

γ 射线 建兰 Cym. ensifolium

墨兰 Cym. sinense

蕙兰 Cym. faberi

成熟植株 新叶生长趋缓,出现扭曲、旋转,叶色变浓;花葶缩短或加长、颜色变深;

花朵出现并蒂花、多花等性状

[12]

第9页

第 11 期 罗维宇等:兰花诱变育种研究进展 2137

续表 1 物理诱变在兰花育种中的应用

Tab. 1 Application of physical mutagenesis in orchid breeding (continued)

辐照源

Radiation

source

种类

Species

辐射材料

Irradiated

material

辐射结果

Radiation result

参考文献

Reference

γ 射线 墨兰 Cym. sinense

建兰 Cym. ensifolium

杂交兰 Cym. hybird

成熟植株 LD50为 10~20 Gy;出现叶片短小、叶片旋转、线艺、并蒂花、多花、葡

匐茎等不同的变异类型

[13]

γ 射线 春兰 Cym. goeringii

蕙兰 Cym. faberi

建兰 Cym. ensifolium

寒兰 Cym. kanran

成熟植株 LD50为 5~20 Gy;辐照后导致叶片枯黄、死亡和抑制花芽分化 [14]

γ 射线 冬凤兰 Cym. dayanum

竹叶兰 Arundina graminifolia

碧玉兰 Cym. lowianum

西藏虎头兰 Cym. tracyanum

组培苗 冬凤兰、竹叶兰、碧玉兰和西藏虎头兰的 LD50分别为 20.72、26.31、29.88、

41.04 Gy;出现植株矮化、变粗,叶变宽、叶尖分叉、叶上有淡绿斑、叶

扭曲等变化

[15]

γ 射线 兰属 Cymbidium - 得到 1 个叶艺矮化新品种 Dong-i [16]

γ 射线 兰属 Cymbidium 类原球茎/

芽/植株

类原球茎、芽和植株的 LD50分别为 35.0、41.0、83.1 Gy;出现叶艺、矮

化、叶片变大等变异

[17]

γ 射线 玉女兰 Cym. Yunv 类原球茎 LD50为 60 Gy [18]

γ 射线 兰属 Cymbidium 分生组织 8 Gy 促进原球茎形成和生长,200 Gy 完全抑制生长,700 Gy 致死 [3]

γ 射线 杂交兰 Cym. tracyanum × Cym.

iridioides

组培苗 得到 2 个叶艺突变体,其植株矮化,但根数不减,叶片数增多,气孔特

征和染色体结构发生了变化

[19-20]

γ 射线 杂交兰(Cym. sinense × Cym.

goeringii) × Cym. spp.

类原球茎 RD50为 40 Gy [21]

γ 射线 杂交兰 Cym. sinense × Cym.

goeringii

根状茎 基于植株高度的 RD50为 51.2 Gy,基于植株鲜重的 RD50为 48.0 Gy [22]

γ 射线 杂交兰 Cym. sinense × Cym.

goeringii

根状茎 再生植株出现多种黄色线艺、黄色斑艺、叶色变淡、矮化、叶卷曲等变异 [23-24]

γ 射线 杂交兰(Cym. sinense × Cym.

goeringii) × Cym. spp.

类原球茎 LD50分别为 1 h 辐照 16.1 Gy,4 h 辐照 23.6 Gy,8 h 辐照 37.9 Gy,16 h

辐照 37.9 Gy,24 h 辐照 40.0 Gy

[25]

γ 射线 蝴蝶兰 Phalaenopsis aphrodite 盆栽组培苗 出现花瓣缺失、重瓣花等花型变异 [26]

γ 射线 蝴蝶兰 Phal. aphrodite - 辐照处理后植株叶长、叶宽改变,有 2 株提前开花 [27]

γ 射线 蝴蝶兰 Phal. aphrodite 原球茎 LD50为 50~68 Gy;低剂量辐射对原球茎生长影响不明显,高剂量辐照后

其存活率、增殖系数和分化率均明显下降

[28, 34]

γ 射线 蝴蝶兰 Phal. amabilis 盆栽苗 出现花型变异 [29]

γ 射线 蝴蝶兰 Phal. amabilis 盆栽组培苗 最佳辐射诱变剂量为 15 Gy;植株和花梗明显矮化,叶片增厚,花期推迟

且花量减少

[30]

γ 射线 蝴蝶兰 Phal. equestris 盆栽实生苗 产生花瓣表型突变体,得到蝴蝶兰迅兰、飞兰、繁兰 3 个新品种 [31]

γ 射线 蝴蝶兰 Phal. violacea 植株 出现叶片变异,叶片颜色较深且狭长,厚度增加,茎基部出现侧枝 [32]

γ 射线 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 花粉 LD50为 60~80 Gy;选育出 1 个株形、叶形、花形和花色变异优良株系 [33]

γ 射线 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 原球茎 出现生长量减小、叶片增厚、叶近圆形的变异苗和金色叶缘的变异苗 [35]

γ 射线 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 原球茎/小苗 出现较多的株型变异 [36]

γ 射线 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 盆栽组培苗 辐照植株花期提前或延迟、花梗分枝增多、矮化、花型变异等 [37]

γ 射线 石斛 Dendrobium Sonia 离体再生芽 LD50为 15~30 Gy;单色光显著影响辐照后苗的成活率和生长;黄光和红

光处理显著增加辐照后芽的鲜重、芽长度和叶绿素含量

[38]

γ 射线 石斛 Den. Sonia 类原球茎 出现花型、花色突变体,得到 6 个石斛新品种 KeenaOval、KeenaRadiant、

KeenaHiengDing、KeenaAhmadSobri、KeenaPearl、KeenaPastel

[39-43]

γ 射线 石斛 Den. Sonia 类原球茎 LD50为 43 Gy;低剂量辐照促进再生植株根、茎、叶的发育;高剂量辐照

后,再生植株气孔显著变小

[44]

γ 射线 石斛 Den. Sonia 幼苗 LD50 为 30~60 Gy;不同品种间 LD50 存在差异;辐照剂量对叶片宽度

影响不明显,对株高、假鳞茎长、叶片长均有抑制作用,品种间有一

定的差异

[45]

γ 射线 石斛 Den. Sonia Kai 类原球茎 再生植株花变大或变小,花色出现纯白色,出现畸形花等 [46]

γ 射线 石斛 Den. candidum 种子 种子 LD50 为 62 Gy,与不同胶膜菌属菌株共生萌发的 LD50 为 69 Gy 和

63 Gy;低剂量促进萌发、高剂量抑制萌发

[47]

第10页

2138 热带作物学报 第 44 卷

续表 1 物理诱变在兰花育种中的应用

Tab. 1 Application of physical mutagenesis in orchid breeding (continued)

辐照源

Radiation

source

种类

Species

辐射材料

Irradiated

material

辐射结果

Radiation result

参考文献

Reference

γ 射线 石斛 Den. Emma White 类原球茎 GR50为 25.52 Gy;突变体植株出现花期提前、叶色变黄、叶片形态不对称

和卵圆形到心形的变异

[48]

γ 射线 石斛 Den. lasianthera 类原球茎 LD30为 19.7697 Gy,LD50为 67.3504 Gy;再生植株出现叶宽增加、叶片卷

曲等变异

[49]

γ 射线 石斛 Den. bigibbum 芽 出现紫色叶片突变 [50]

γ 射线 石斛 Den. lodoardi - 得到 1 个叶艺新品种 Hwancho [51]

γ 射线 石斛 Den. lodoardi 植株 突变植株株高增加,叶增宽,根数和根长减少,叶形改变,叶色改变等 [52]

γ 射线 石斛 Den. officinale 原球茎 LD50为 86. 4 Gy [53]

γ 射线 石斛 Den. officinale 原球茎 LD50为 67.23 Gy;变异苗出现茎分叉、叶片缺绿或白绿相间等现象,其倍

性发生改变,出现非整倍体

[54]

γ 射线 杂交石斛 Den. hybrid - 得到 1 个叶艺新品种 Seolhwa [51]

γ 射线 兜兰 Paphiopedilum delenatii

兜兰 Paph. callosum

类原球茎/

芽/植株

Paph. delenatii 类原球茎、芽、植株的 LD50分别为 20.0、23.7、38.0 Gy;

Paph. callosum 类原球茎、芽、植株的 LD50分别为 23.0、27.1、40.4 Gy

[55]

γ 射线 兜兰属 Paphiopedilum 种子/不定芽

/幼苗/小苗

种子 LD50为 6.92 Gy;种子萌发、芽苗阶段的最佳辐照剂量分别为 5 Gy 和

20 Gy;再生苗矮化、花叶、卷曲或裂叶等

[56]

γ 射线 树兰 Epidendrum secundum 蒴果 种子 LD50为 78.08 Gy;20 Gy 促进种子萌发;增加辐照剂量对株高、叶长

有显著抑制作用,叶片数次之

[57]

γ 射线 蕾丽兰 Laelia autumnalis 原球茎 LD50为 53 Gy,RD50为 28 Gy;5 Gy 促进幼苗生长,20~30 Gy 促进叶绿素

形成,高剂量抑制原球茎存活

[58]

γ 射线 杂交卡特兰 Cattleya hybrid 类原球茎 LD50为 20~60 Gy [59]

γ 射线 紫花苞舌兰 Spathoglottis

plicata

苞舌兰 Spath. kimballiana

苞舌兰 Spath. tomentosa

原球茎 突变植株白化、叶色加深、叶分叉、分枝增多等 [60]

γ 射线 紫花苞舌兰 Spath. plicata 幼苗 LD50为 14.3 Gy;突变植株矮化、分蘖少、花序变短、花形改变、花香变浓等 [61]

γ 射线 短足兰 Brachypeza indusiata 类原球茎 20 Gy 可提高移栽成活率,降低株高;剂量越高,植株越小 [62]

γ 射线 文心兰 Oncidium lanceanum 类原球茎 再生植株花出现突变 [63]

γ 射线 指甲兰 Aerides crispa 原球茎 LD50为 2 Gy;再生植株出现叶斑、叶尖变圆、株高增加、根变粗变长等变异 [64]

γ 射线 白及 Bletilla striata 种子 LD50为 150 Gy;叶绿素含量降低,植株矮化,出现叶艺 [65]

γ 射线 香荚兰 Vanilla planifolia 离体再生芽 LD50为 60 Gy;低剂量(20 Gy)促进新芽形成,高剂量(60~100 Gy)造

成死亡;用 ISSR 评估γ射线辐照剂量方面未观察到聚类趋势

[66]

重离子束 春兰 Cym. goeringii

寒兰 Cym. kanran

根状茎 根状茎白化,再生植株出现叶艺 [67]

重离子束 文心兰 Oncidium lanceanum 类原球茎 再生植株出现叶片变窄、叶片分布不均匀等变异 [68]

重离子束 君豪兰 Cym. Junhao 根状茎 植株粗壮,矮小瘦弱或徒长,颜色变浅或加深,叶片挺立、叶数增多、叶

宽增加、叶线艺、畸形等

[69]

重离子束 小凤兰 Cym. Xiaofeng 根状茎 LD50为 60 Gy;当辐照剂量超过 60 Gy 时,根状茎失去芽分化能力 [70]

重离子束 玉女兰 Cym. Yunv 类原球茎 LD50为 49 Gy;获得抗茎腐病突变体 3 个抗性系 [71]

重离子束 石斛 Den. mirbellianum

石斛 Den. crumenatum

类原球茎 Den. mirbelianum 的 LD50为 2.55 Gy;再生植株出现叶形变异、抗螨突变体;

Den. crumenatum 的再生植株中出现叶艺、花朵宽度增加、花梗变长等变异

[72-74]

重离子束 兜兰 Paph. delenatii

兜兰 Paph. callosum

类原球茎 再生植株出现叶艺、叶片变大、叶片变窄、芽变大等变异 [55]

质子束 杂交兰 Cym. hybrid 根状茎 基于植株鲜重的 RD50为 35 Gy [22]

快中子 蝴蝶兰火鸟 Doritaenopsis

Taisuco Firebird

原球茎 LD50 为 2.5×1011~3.5×1011·cm-2;过高注量(>3.5×1012·cm-2)的辐照使原球

茎生长完全受到抑制甚至大量死亡

[75]

快中子 蝴蝶兰火鸟 Dorit. Taisuco

Firebird

蝴蝶兰内山姑娘 Dorit. Neyshanguniang

原球茎/

幼苗茎段

火鸟品种原球茎和茎段的 LD50分别为 3.3×1011·cm-2和 2.2×1011·cm-2;内山

姑娘品种原球茎和茎段的 LD50分别为 4.1×1011·cm-2 和 2.3×1011·cm-2

[76]

紫外线 春兰 Cym. goeringii 原球茎 再生植株出现部分植株变矮,叶片增宽增厚,少数叶片出现艺兰的形状 [77]

注:–表示不详。

Note:– indicates unknown.

第11页

第 11 期 罗维宇等:兰花诱变育种研究进展 2139

一般认为诱变育种对改变植物个别性状是有

效的,但越来越多的研究结果表明,辐照能改变

兰花的多个性状。主要原因是辐照能够引起染色体

数目和结构变异,导致多个基因的改变,此外一

因多效等也会导致多个性状发生改变。耿庆芝[69]

采用重离子辐照君豪兰根状茎,获得了株型、叶

数、叶色变异等多个突变体,其中叶艺突变体植

株生长缓慢、植株矮小、适应性差(图 1)。

A:君豪兰(左)及其重离子辐照处理叶艺突变体(右)叶片;

B:君豪兰(左)及其重离子辐照处理叶艺突变体(右)植株。

标尺=10 cm。

A: Cym. Junhao (left) and it’s mutant with leaf color and pattern

from heavy ion irradiation (right) leaves; B: Cym. Junhao (left) and

it’s mutant with leaf color and pattern from heavy ion irradiation

(right) plants. Scale bar=10 cm.

图 1 君豪兰及其重离子辐照处理叶艺突变体

Fig. 1 Cym. Junhao and it’s mutant with leaf color

and pattern from heavy ion irradiation

1.2 化学诱变

化学诱变是指利用化学药剂与遗传物质发生

生物化学反应,引起基因发生点突变[2],具有容

易操作、剂量易控制、对基因组损伤小、突变率

高等特点[79]。迄今,至少已在兰属、石斛兰属、

蝴蝶兰属等 6 个属 13 个兰花种中开展了化学诱变

育种研究。已有结果表明,化学诱变可导致兰花

株高、叶数、叶色、叶宽、抗病性、抗逆性等性

状的改变,至少已获得叶色改变、矮化、抗病、

抗寒等突变体 206 个,其中叶色改变和矮化突变

体是常见的变异类型(表 2)。

在兰花上使用的化学诱变剂有烷化剂[甲基

磺酸乙酯(EMS),硫酸二乙脂(DES)]、呼吸

抑制剂[叠氮化钠(NaN3)]、碱基类似物[5-溴尿

嘧啶(5-BU),马来酰肼(MH)]以及其他诱变

剂如亚硫酸钠(Na2SO3)和咖啡碱等。其中烷化

剂是最常用的化学诱变剂,占 65.4%;其次是叠

氮化钠,占 19.2%(表 2)。不同诱变剂对兰花的

诱变效率不同。李夏[80]使用多种化学诱变剂对寒

兰原球茎进行诱变处理,结果表明,诱变效率从

高到低的排序为 EMS>DES>MH>Na2SO3>咖啡

碱>5-BU。陈超等[81]用 EMS 和 NaN3 对蝴蝶兰类

原球茎(PLB)进行处理,结果发现 EMS 的诱变

效果比 NaN3 好。

表 2 化学诱变在兰花育种中的应用

Tab. 2 Application of chemical mutagenesis in orchid breeding

诱变剂

Mutagen

种类

Species

诱变材料

Mutagenicmaterial

诱变结果

Mutagenic result

参考文献

Reference

EMS 春兰 Cym. goeringii 根状茎 再生植株出现矮化、白化、网纹斑艺和线艺突变体 [82]

EMS 寒兰 Cym. kanran 根状茎 再生植株产生黄色线艺和白化植株等变异 [83]

EMS 寒兰 Cym. kanran 根状茎 LD50为 0.607% EMS 处理 1 d,0.237% EMS 处理 2 d,0.145% EMS 处理 3 d,

0.119% EMS 处理 4 d

[84]

EMS 寒兰 Cym. kanran 原球茎 LD50为 0.038% EMS 处理 6 d,0.018% EMS 处理 11 d,0.012% EMS 处理 16 d;

再生植株叶色变淡,瘦弱低矮,白化

[80]

EMS 君豪兰 Cym. Junhao 根状茎 LD50为 0.2% EMS 处理 4 d;再生植株出现颜色变浅、瘦弱、矮壮,叶宽增加、

畸形、叶色加深等

[69]

EMS 玉女兰 Cym. Yunv 类原球茎 LD50为 0.3% EMS 处理 4 d [18]

EMS 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 花梗 再生苗叶尖部出现锯齿,对持续低温抵抗能力高 [85]

EMS 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 类原球茎 LD50为 0.4% EMS 处理 6~8 h;细胞体积增大,形状改变;较高浓度 EMS 处

理后的细胞中出现微核等异常现象

[81]

EMS 石斛 Den. friedericksianum 类原球茎 LD50为 0.8% EMS 处理 90 min;再生植株白化,具白绿或黄绿嵌合叶片 [86]

EMS 石斛 Den. officinale 原球茎 LD50为 1.0% EMS 处理 6 h;获得抗炭疽病植株 [87]

EMS 石斛 Den. Earsakul 类原球茎 LD50为 1.8% EMS 处理 4 h;获得抗炭疽病植株 [88]

EMS 石斛 Den. Sonia 类原球茎 再生植株生长快,叶片增大,根系增粗,气孔密度降低 [89]

EMS 文心兰金西 Onc. Kinsei 类原球茎 LD50为 0.8% EMS 处理 4 d;类原球茎生长受到抑制,再生苗数量减少,出现

多叶丛生变异植株

[90]

第12页

2140 热带作物学报 第 44 卷

续表 2 化学诱变在兰花育种中的应用

Tab. 2 Application of chemical mutagenesis in orchid breeding (continued)

诱变剂

Mutagen

种类

Species

诱变材料

Mutagenicmaterial

诱变结果

Mutagenic result

参考文献

Reference

EMS 白及 Ble. striata 愈伤组织 LD50为 0.6% EMS 处理 6 h [91]

EMS 指甲兰 Aerides crispa 原球茎 LD50为 0.05% EMS 处理 5 d [64]

NaN3 蝴蝶兰霍娅淑女

Phal. Tsuei Foa Lady

类原球茎 LD50为 4~8 mmol/L NaN3处理 6 h;出现白化苗 [92]

NaN3 蝴蝶兰属 Phalaenopsis 类原球茎 LD50大约为 5 mmol/L NaN3处理 8 h。NaN3处理可使细胞体积增大、形状改变。

高浓度 NaN3处理细胞中出现双核等现象

[81]

NaN3 石斛 Den. Earsakul 类原球茎 LD30和 LD50分别为 0.1、0.5 mmol/L NaN3处理 1 h;得到抗黑腐病的再生植株,

均为混倍体

[93-95]

NaN3 文心兰金西 Onc. Kinsei 类原球茎 LD50为 3 mmol/L NaN3处理 4 d,6 mmol/L NaN3处理 2 d,12 mmol/L NaN3处

理 1 d;再生试管苗普遍矮小

[96]

NaN3 白及 Ble. striata 愈伤组织 LD50为 6 mmoL/L NaN3处理 6 h [91]

DES 寒兰 Cym. kanran 原球茎 LD50为 0.040% DES 处理 6 d,0.026% DES 处理 11 d,0.014% DES 处理 16 d;

再生植株叶片黄化或细长

[80]

DES 铁皮石斛 Den. officinale 原球茎 LD50为 0.3%~0.4% DES 处理 2 h;得到抗寒突变体 [97]

咖啡碱 寒兰 Cym. kanran 原球茎 LD50为 0.135%咖啡碱处理 6 d,0.094%咖啡碱处理 11 d,0.078%咖啡碱处理

16 d

[80]

5-BU 寒兰 Cym. kanran 原球茎 LD50为 0.083% 5-BU 处理 6 d,0.068% 5-BU 处理 11 d,0.037% 5-BU 处理 16 d [80]

MH 寒兰 Cym. kanran 原球茎 LD50为 0.075% MH 处理 6 d,0.048% MH 处理 11 d,0.036% MH 处理 16 d [80]

Na2SO3 寒兰 Cym. kanran 原球茎 LD50为 10.46% Na2SO3处理 6 d,9.41% Na2SO3处理 11 d,7.58% Na2SO3处理

16 d

[80]

诱变剂浓度、诱变方法和材料选择是影响兰

花化学诱变效率的主要因素。根状茎、原球茎和

类原球茎等中间繁殖体是常用的诱变材料,浸泡

法是最常用的处理方法。不同材料和不同诱变剂,

其诱变剂量和处理时间不同,诱变效率也不同。

对兰花中间繁殖体,EMS 的常用浓度为 0.05%~

1.00%,NaN3 浓度为 2.0~8.0 mmol/L。EMS 能在

溶液中和细胞内部水解产生强酸,不仅使溶液中

的 EMS 浓度降低,而且酸性水解产物对细胞有毒

害作用,对处理材料造成生理损伤,降低存活率,

从而降低了诱变效率[98],因此 EMS 溶液一般用

浓度不超过 0.1 mol/L 的磷酸缓冲液(pH 7.0)配

制,但也有将 EMS 直接加入液体培养基进行诱变

处理,并得到较多突变体的报道[82-83]。

1.3 空间诱变

空间诱变育种是指利用返回式卫星、宇宙飞

船或高空气球将农作物种子带到太空,利用太空

特殊的环境(空间宇宙射线、微重力、高真空、

弱磁场等因素)诱发植物产生变异,再返回地面

选育新品种的技术[99],该技术具有突变谱广、诱

变频率高和对植株损伤小等特点[100]。空间诱变至

少已应用于石斛兰属和蝴蝶兰属 2 个属 4 个种中,

已获得 8 个突变体、选育出 4 个新品种。空间诱

变导致金钗石斛矮化、茎变粗、分蘖多;能促进

铁皮石斛生长、提高产量;使蝴蝶兰花变大、花

朵数变多、观赏期延长、抗病性抗逆性增强(表

3)。石斛种子经过空间诱变选出了矮化新品种

Uju[51]。陈肖英等[101]利用空间诱变技术,培育出

花大色艳、抗性强和适应性好的优良蝴蝶兰新品

种航蝴 1 号。

2 兰花突变体的筛选鉴定

表型鉴定是兰科植株突变体鉴定中简单、经

济、实用的方法。在组培过程中或田间观察到有

植株与对照植株在株型、叶色、叶型、花色、花

形、花期、抗性等方面存在明显差异时,该植株

会被单独选出,通过分株繁殖、扦插繁殖或组培

快繁生产株系,如果变异性状在株系内一致且稳

定,一般就认为该变异植株是突变体。采用分子

标记对变异植株和对照植株进行分析,如果变异

植株和对照植株在 DNA 水平上存在差异,则进

一步证明变异植株是突变体[105],但是分子鉴定结

果与植株表型性状的变化之间可能并不存在一一

对应关系[6]。

第13页

第 11 期 罗维宇等:兰花诱变育种研究进展 2141

表 3 空间诱变在兰花育种中的应用

Tab. 3 Application of space mutagenesis in orchid breeding

种类

Species

诱变材料

Mutagenic material

诱变结果

Mutagenic result

参考文献

Reference

蝴蝶兰 Phal. amabilis 丛生芽块组织 获得花变大,花朵数量增加,花期延长,耐热性和耐寒性增强以及抗病虫能力

提升的蝴蝶兰新品种航蝴 1 号

[101]

蝴蝶兰 Phal. amabilis – 获得花变大,花朵数增加,花色加深,花期延长,抗病虫性和抗逆性提升的蝴

蝶兰新品种航蝴 2 号

[102]

石斛 Den. moniliforme – 获得矮化叶艺新品种 Uju [51]

石斛 Den. officinale 种子 获得生长加快,产量提高的铁皮石斛新品种仙斛 3 号 [103]

石斛 Den. nobile 种子 大部分太空诱变的金钗石斛幼苗呈现矮化,茎加粗,分蘖多,叶片变短的趋势 [104]

注:–表示不详。

Note:– indicates unknown.

兰花的营养生长期一般为 3~5 a。为了提早进

行突变体筛选和鉴定,对于肉眼不可见、不稳定

或不容易鉴定的性状,开发出新的育种目标性状

突变体筛选和鉴定技术是十分重要的。在一些兰花

上已建立分子标记辅助选择技术[106]、试管花诱导

技术体系[107]、茎腐病抗性品种筛选和鉴定技术[70]

等,有的已应用于突变体筛选。

3 兰花诱变机理

诱变可以引起兰花染色体数目和结构、基因

结构和表达的变异,从而导致性状改变。γ 射线

辐照能引起染色体数目改变,形成非整倍体[54],

也能引起核型改变[19]。对叶艺隆昌素叶艺形成的

分子机理研究结果表明,编码尿卟啉原脱羧酶基

因 HEME 在叶艺隆昌素中表达下调,而叶绿素生

物合成中编码镁原卟啉Ⅸ甲基转移酶基因

CHLM、谷氨酸-tRNA 还原酶基因 HEMA 和叶绿

素降解相关基因表达上调,说明色素合成、叶绿

体发育相关基因的差异表达可能是导致隆昌素叶

艺形成的原因[5, 108-109]。KIM 等[24]对兰花黄叶突

变体进行 RNA 测序分析,发现叶绿素代谢或离子

运输的改变有可能导致兰花叶色变黄。LIM 等[50]

对石斛紫叶突变体进行转录组分析,发现突变体

叶片变紫色与花青素生物合成途径中生物合成酶

基因和 MYB2 等几个转录因子表达增加有关。卓

志勇[110]用 Illumina HiseqX 技术对君豪兰和重离

子辐照诱变形成的线艺君豪兰叶片、根和茎混样

进行转录组测序和基因表达分析,筛选出 2 个与

兰花线艺性状突变有关的候选基因,分别为

CYP76B10 和 PSBO。

4 展望

兰花是中国的传统十大名花之一,中国人赏

兰不仅赏花,而且赏叶。诱变处理可以诱导兰花

产生丰富的遗传变异,特别是诱导兰花产生丰富

的株型和叶部性状变异,因此诱变育种非常适合

我国兰花育种工作。随着我国经济发展和科技进

步,可以进一步提高诱变当代突变效率和突变谱

的诱变新技术(重离子辐照、空间诱变等)的不

断出现,兰花诱变育种技术有望成为进一步加快

我国兰花育种进程,尽快缩小与国外在兰花育种

上差距的关键技术之一。

进一步提高诱变育种效率和效果是今后兰花

诱变育种研究的主要任务,可以主要从以下几个

方面深入系统地开展研究工作。首先是进一步提

高诱变效率。筛选高效诱变剂、适宜的诱变材料

和方法依然是建立高效诱变育种技术体系的基础

性工作,在此基础上,可通过多种诱变技术的结

合进一步提高诱变效率[64]。其次是建立高效突变

体筛选和鉴定技术体系。随着基因组测序和功能

基因组学研究的不断深入,兰花高密度分子遗传

图谱的建立和主要育种目标性状关键基因的挖掘

不断取得新进展[111],在此基础上,建立高效分子

标记辅助选择体系和定向诱导基因组局部突变

(Targeting Induced Local Lesions IN Genomes,

TILLING)等技术成为可能,这些技术在兰花诱

变育种上的应用将进一步提高突变体筛选和鉴定

效率。再次是建立兰花快速高效育种技术。将杂

交、诱变和细胞工程技术相结合,建立多种育种

技术相融合的兰花快速高效育种技术不仅可以提

高兰花育种效率,而且可以缩短兰花育种周期,

快速培育优良兰花新品种。最后是进一步明确兰

花诱变育种的倍性效应。多数兰花商业化品种是

多倍体[112-113],不同倍性兰花品种诱变效果可能

有差异,因此系统开展倍性对兰花诱变育种效果

第14页

2142 热带作物学报 第 44 卷

的影响是非常有必要的。

诱变机理研究对进一步提高兰花诱变育种效

率具有重要的促进作用。大量研究表明,诱变通

过引起染色体数目改变[54]、染色体结构变异[19]、

基因结构变异和表达水平变化[108-109]等改变植物

性状。不同诱变剂诱导遗传物质改变的类型、频

率和诱发植物变异的性状不完全相同,不同类型

遗传物质的改变导致兰花性状改变的机理也不

同。诱变剂是如何引起遗传物质发生改变,从而

进一步导致性状改变的,目前这些机理尚不十分

清楚,今后应进一步加强这方面的研究。

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热带作物学报 2023, 44(11): 21492156

Chinese Journal of Tropical Crops

收稿日期 2023-07-25;修回日期 2023-08-30

基金项目 广东省农业科学院协同创新中心项目(No. XTXM202203);广东省农业科学院学科团队建设项目(No. 202127TD);

以农产品为单元的广东省现代农业产业技术体系创新团队建设项目(花卉)(No. 2023KJ121)。

作者简介 贺雅萍(1998—),女,硕士研究生,研究方向:园林植物与应用。*通信作者(Corresponding author):艾 叶(AI

Ye),E-mail:aiyefafu@163.com;李 佐(LI Zuo),E-mail:lizuo8375@126.com。

蝴蝶兰抽梗影响因素及调控方法研究进展

贺雅萍1,2,肖文芳2

,陈和明2

,吕复兵2

,妟石娟3

,艾 叶1*,李 佐2*

1. 福建农林大学风景园林与艺术学院,福建福州 350002;2. 广东省农业科学院环境园艺研究所/广东省花卉种质创

新综合利用重点实验室,广东广州 510640;3. 广东省农业科学院农业生物基因研究中心,广东广州 510640

摘 要:蝴蝶兰(Phalaenopsis)花色丰富,花期持久,花型独特,具有很高的观赏价值,是市场上最受欢迎和最具商

业价值的兰花。蝴蝶兰花梗是由每片叶子基部的腋芽发育而来,但在开花期多数腋芽处于休眠状态,研究其潜伏腋芽

萌发规律有助于通过促成栽培提高蝴蝶兰多花梗比率,具有良好的应用前景。本文对影响蝴蝶兰花芽萌发的主要环境

因素(温度、植物激素、光环境、营养物质积累等)及促进花芽萌发的调控方法进行综述,以期为今后多花梗蝴蝶兰

产品的生产调控提供参考依据。

关键词:蝴蝶兰;抽梗;调控方法

中图分类号:S682.31 文献标识码:A

Research Progress on Influencing Factors and Regulatory Methods of

Phalaenopsis Spiking

HE Yaping1,2, XIAO Wenfang2

, CHEN Heming2

, LYU Fubing2

, YAN Shijuan3

, AI Ye1*, LI Zuo2*

1. College of Landscape Architecture and Art, Fujian University of Agriculture & Forestry, Fuzhou, Fujian 350002, China; 2. Environmental Horticulture Research Institute, Guangdong Academy of Agricultural Sciences / Guangdong Key Laboratory of Ornamental Plant Germplasm Innovation and Utilization, Guangzhou, Guangdong 510640, China; 3. Agro-biological Gene Research Center,

Guangdong Academy of Agricultural Sciences, Guangzhou, Guangdong 510640, China

Abstract: Phalaenopsis has a rich variety of flower colors, a long-lasting flowering period, a unique flower type, and

high ornamental value. It is considered the most popular and commercially valuable orchid in the market. The axillary

buds at the base of each leaf of Phalaenopsis orchid can form pedicels, but most of the axillary buds are in a dormant

state during the flowering period. Studying the germination law of latent axillary buds can help improving the proportion of multiple flower stalks in Phalaenopsis, and has good application prospects. The main environmental factors

(temperature, plant hormones, light environment, nutrient accumulation, etc) affecting the germination of Phalaenopsis

bud and the regulatory methods to promote flower bud germination will be reviewed, in order to provide a reference for

the application of regulating more flower bud germination in Phalaenopsis industry in the future.

Keywords: Phalaenopsis; spike; regulatory method

DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2023.11.002

植物的生命周期中会经历 2 个重要的阶段,

分别是营养生长和生殖生长阶段。在营养生长阶

段积累了足够多的营养后,会在内源信号和外部

环境因子的共同调控下形成花器官,从而进入生

殖生长阶段,这一转换过程叫做成花诱导,又称

为开花转换。

蝴蝶兰为兰科( Orchidaceae )蝴蝶兰属

(Phalaenopsis Blume)植物,素有“洋兰王后”

第22页

2150 热带作物学报 第 44 卷

的美称。为单轴型附生兰,顶端分生组织能够持

续分化出叶片,每片叶子基部的叶腋处都具有腋

芽。在生产过程中,发现大多数蝴蝶兰品种在开

花时期,每株仅有 1 个腋芽萌发形成花序(花梗),

而其他腋芽均处于休眠状态(图 1)。迄今为止,

关于蝴蝶兰花芽分化和发育规律等方面的研究取

得了重要进展[1-3]。然而,关于蝴蝶兰多个潜伏腋

芽打破休眠同时抽梗的相关研究报道较少,对潜

伏腋芽萌发调控机理认知的缺乏制约了多花梗蝴

蝶兰的产率。因此,本文将着重综述温度、植物

激素、光环境、营养物质积累对蝴蝶兰花芽萌发

的影响,以期为多花梗蝴蝶兰的培育提供参考。

A:4 个潜伏腋芽在茎上的着生位置及休眠状态;

B:萌发状态的腋芽。黑色三角指示腋芽。

A: The position of the four latent axillary buds on the stem and the

dormant state; B: Developing axillary buds. Black triangles

indicate axillary buds.

图 1 蝴蝶兰茎部腋芽着生位置及 2 种发育状态的形态特征

Fig. 1 Morphological characteristics of the emergence

sites of axillary buds on the stem and the two developmental

states of Phalaenopsis

1 温度对花芽萌发影响

蝴蝶兰(Phalaenopsis)的成花过程受温度影

响,生产中主要通过改变环境温度来诱导其花芽

萌发[4]。在夏季,国内普遍利用高山上的凉爽气

候或通过配套设施降低温室温度至抽梗所需低温

范围来促进蝴蝶兰抽梗[5]。研究表明,蝴蝶兰从

营养生长到生殖生长的过渡需要低温积累,最适

低温为 15~25 ℃。持续高于 28 ℃的温度虽然有助

于促进蝴蝶兰叶片发育,但会抑制花芽抽梗;而

低于 14 ℃则会引起寒害[1, 6],具体不同温度条件

的处理效果有所差异(表 1)。KATAOKA 等[7]的

研究指出,在日平均温度为 23 ℃处理的蝴蝶兰植

株,相较于 27 ℃处理的植株可提早 9 d 抽梗。

BLANCHARD 等[4]的研究表明,相比于高温

(29 ℃),低温(17、20、23 ℃)显著提高了蝴

蝶兰的抽梗率,并且高温会严重阻碍花梗的生成。

此外,NEWTON 等[8]补充指出,随着高温持续时

间的延长,花芽萌发的比例降低,萌发时间会延

迟,而营养生长会增加。为了获取高品质的蝴蝶

兰,大多数种植者将温室的温度全天保持在 28 ℃

以上,以促进幼苗营养生长,抑制植株过早产生

花序[9]。同时,为采取更节能的温室供暖策略,

NEWTON 等[8]的最佳高温时间试验表明,在白天

加热至 29 ℃,持续 12 h,并在其余时间恢复至

20 ℃的条件下,可以完全抑制花芽分化。因此,

过高或过低的温度均不利于蝴蝶兰的花芽分化。

综上,在蝴蝶兰的栽培过程中,应根据植株的成

熟度变换温度条件,建议在白天加热至 29 ℃持续

12 h,促进蝴蝶兰幼苗的快速成熟,当植株进入

生殖生长阶段后,给予适当的低温以促进抽梗。

蝴蝶兰生长发育的温度需求不仅局限于高温

和低温值,适当的昼夜温差也能够起到调控植株

生殖转变的作用。日温为 20~26 ℃,夜温为 14~

19 ℃的昼夜波动条件,能够诱导蝴蝶兰花梗出

现。在 50 d 内,26/20、26/18 ℃的昼夜温度处理

能够诱导蝴蝶兰 Big Chili 和 Sogo Yukidian 2 个品

种的花序分生组织分化,而 29/21 ℃昼夜温度下

的蝴蝶兰则无法抽梗[10]。这与 BLANCHARD 等[4]

的研究结果一致,即使夜间气候凉爽,当白天温

度过暖(高于 28 ℃),也会导致蝴蝶兰抽梗失败。

适宜的昼夜温差不仅促进抽梗进程,同时能够增

加每株植株的花梗数量。如蝴蝶兰在 21/19 ℃昼

夜温度下双梗率达到 25%[11]。与传统的昼暖夜凉

模式颠倒的情况也曾在蝴蝶兰研究中出现过。如

蝴蝶兰杂交品种 Lava Glow 在 20/25 ℃处理下的

抽梗率远高于 25/20 ℃,且 25/20 ℃处理组的抽梗

率极低。综上,不同品种的蝴蝶兰对诱导温度和

反应时间的敏感性存在差异[12]。

第23页

第 11 期 贺雅萍等:蝴蝶兰抽梗影响因素及调控方法研究进展 2151

表 1 温度对蝴蝶兰抽梗的影响

Tab. 1 Effects of temperature on Phalaenopsis spiking

温度条件

Temperature condition

表型变化

Phenotypic change

参考文献

Reference

低温:26/18 ℃(昼夜) 植株抽梗 [1]

高温:30/25、25/30 ℃(昼夜);低温:25/20、20/25 ℃(昼夜) 高温下均未抽梗;低温下,夜温高的抽梗率高于夜温

低的抽梗率

[13]

高温:29/21 ℃(昼夜);低温:26/20、26/18 ℃(昼夜) 高温下均未抽梗;低温下均抽梗 [10]

高温: 32~35/26~28 ℃(昼夜);低温: 27/17 ℃(昼夜) 低温处理抽梗率达 96.7%,高温处理抽梗率为 0 [14]

高温:30/25 ℃(昼夜);低温:25/20 ℃(昼夜) 高温组不抽梗,低温组抽梗 [15]

实验 1:分别在 20 ℃下处理 0、2、4、6、8 周,之后转入 28 ℃;

实验 2:4 个不同的温度体系,25/20、28/28 ℃,每隔 1 周高

温,每隔 2 周低温

实验 1:低温持续越久,抽梗率越高;实验 2:高温下

抽梗率降低,抽梗延迟

[16]

恒低温:20、25 ℃;恒高温:28 ℃ 20、25 ℃抽梗率为 100%;28 ℃均未抽梗 [3]

恒温:27、23 ℃ 27 ℃下抽梗时间晚于 23 ℃ [7]

恒温:14、17、20、23、26、29 ℃;昼夜温度:20/14、23/17、

26/14、26/20、29/17、29/23 ℃

14、17 ℃的抽梗率最大;白天高温抑制抽梗 [4]

恒温:28 ℃;昼夜温度:28/20 ℃ 恒温 28 ℃下不抽梗,昼暖夜凉诱导抽梗 [17]

31、34 ℃下处理 15、30 d,28 ℃下处理 30 d,之后转入 20 ℃ 温度越高,持续时间越久,抽梗越延迟,抽梗率越低 [18]

变温处理:植株在 25/20、20/15 ℃下持续 1、2 或 3 周后,转

入 30 ℃持续 1 周,最后转入初始温度下;恒温处理:植株置

于 30 ℃

植株初始温度为 25/20 ℃下的抽梗所需时间早于初始

温度为 20/15 ℃;30 ℃下抑制抽梗

[19]

高温 29 ℃,分别持续 0、4、8、12、24 h,其余时间为 20 ℃ 随着高温持续时间的增加,植株抽梗率减少 [8]

高温:30/25 ℃(昼夜);低温:22/18 ℃(昼夜) 高温下植株保持营养生长,低温下抽梗 [20]

高温:32/27 ℃(昼夜);低温:14/18 ℃(昼夜) 高温下植株保持营养生长,低温下抽梗 [21]

2 植物激素影响花芽萌发

在蝴蝶兰的生长发育中,低温是促进花芽萌

发形成花梗的关键因素,但植物激素也能在低温

环境下发挥作用。喷施细胞分裂素(6-BA)能促

进抽梗,适宜浓度为 100~400 mg/L,而赤霉素

(GA3)的效果微小,与 6-BA 混合使用时甚至会

降低其促进作用[22]。BLANCHARD 等[23]的研究

表明,经过高温(29 ℃)和低温(23 ℃)处理的

蝴蝶兰,分别喷施 6-BA 以及 6-BA 与 GA3 混合溶

液,结果表明,花梗的萌发仅出现在诱导温度条

件下;进一步研究发现,在喷施 400 mg/L 6-BA

后,植株提前 3~9 d 抽梗,且花梗数量增加,其

促进效果随着 6-BA 浓度的增高而增强;混合溶

液对诱导花序萌发的时间以及数量均无显著影

响。随后,LEE 等[22]进一步证实了 6-BA 对蝴蝶

兰抽梗的促进作用,并发现,在低温诱导下,单

独使用 GA3以及与 6-BA 的混合溶液均抑制抽梗。

在适宜温度下(25/20 ℃),应用外源脱落酸

(ABA)会延迟甚至抑制蝴蝶兰花梗生成,浓度

越高,其抑制作用越显著。WANG 等[24]研究发现,

休眠腋芽中的内源 ABA 含量远高于发育花芽中

的含量。综上,6-BA 对花芽形成的促进作用表明,

6-BA 至少在一定程度上调控了蝴蝶兰的花序生

成。但其促进作用是有条件的,因此 6-BA 的应

用不能完全替代采用低温进行的诱导条件。在实

际生产中,由于蝴蝶兰较长的栽培周期及对低温

的需求,造成了高成本、高消耗的问题。植物激

素作为影响植物发育过程中,如种子萌发、植物

器官发育的重要因素[25],外源喷施植物生长调节

剂可部分取代温度环境因子的催梗效果(表 2)。

此外,外源喷施植物生长调节剂具有易操作、成

本低等特点,因此在蝴蝶兰的生长发育中得到广

泛应用。

第24页

2152 热带作物学报 第 44 卷

表 2 植物激素对蝴蝶兰抽梗的影响

Tab. 2 Effects of exogenous hormones on Phalaenopsis spiking

处理条件

Treatment condition

表型变化

Phenotypic change

参考文献

Reference

实验 1:6-BA 浓度分别为 100、200、400 mg/L;

GA3、6-BA 不同浓度配比:GA(3 25、50、100 mg/L)

+6-BA(25、50、100 mg/L);实验 2:6-BA 200 mg/L

实验 1:单独使用 6-BA 提早 3~9 d 抽梗,且提高花梗数量,而 GA3+

6-BA 对抽梗率和抽梗数无任何效果;实验 2:29 ℃下,外源激素

处理无花梗生成;转入 23 ℃后,外源激素处理提早 10 d 抽梗且增

加了花梗数

[23]

6-BA 浓度分别为 0、100、200、300、400 mg/L 6-BA 显著增加了抽梗数 [26]

6-BA 浓度为 100 mg/L,GA3 别为 100、200 mg/L;

激素配比:100 mg/L GA3+100 mg/L 6-BA

28 ℃下,所有处理均未能诱导花梗形成;20 ℃下,6-BA 加速了

抽梗且显著增加了花梗数,而 GA3 和 GA3+6-BA 则略有延迟花梗

的生成

[22]

3 光环境影响花芽萌发

光照不仅是植物进行光合作用的能量来源,

同时也是植物感知外界环境的信号之一。通过光

感受器,植物能够感知环境中的光信号,并调节

生理反应以适应环境的变化。光环境信号主要包

括光周期、光强度和光质量,而不同的光环境会

影响蝴蝶兰的生长和发育,具体不同光环境条件

的处理效果有所差异(表 3)。

在诱导低温环境下,花梗形成前的光照强度

显著影响抽梗速率和花梗数量。蝴蝶兰成花诱导

的适宜光照强度为 60~500 μmol/(m2

·s),低光照或

黑暗处理均会抑制蝴蝶兰花芽发育[27],而高光照

会导致光抑制,严重阻碍光合作用的进行,影响蝴

蝶兰的生长发育[28-29]。WANG[30]通过研究证实,

处理蝴蝶兰时,低光照强度[8 μmol/(m2

·s)]或黑暗

条件下,植株无法完成花芽分化。随着光照环境的

变化,蝴蝶兰植株恢复抽梗。在 60、160 μmol/(m2

·s)

光强下,蝴蝶兰在 30 d 内成功抽梗,且光照强度

的增加使植株抽梗时间提前。研究表明,在持续

高温环境中,即使给予植株适宜的光强度

[270 μmol/(m2

·s)],仍无法完成抽梗。因此,温度

和光照之间的相互作用可用于控制蝴蝶兰花序发

育的时间。低温是花芽分化所必需的,同时植株

也需要足够的光强来快速响应低温以诱导抽梗。

对蝴蝶兰进行遮荫处理会导致花芽分化推迟,而

推迟天数则随着遮荫程度的提高而增加。每株的花

梗数量以及后续的花丰度指标则与之相反[31-32]。

适宜的光照强度有利于增强蝴蝶兰的光合性能,

促进形成花梗所需的碳水化合物,如淀粉、葡萄

糖、苹果酸等的合成,并加快花梗的诱导[31, 33]。

黄丽娜[34]以 3 个黄花品种的蝴蝶兰(小天鹅、皇

后、KV642)为试验材料,研究不同光照强度对植

株开花指标的影响时发现,在 300 μmol/(m2

·s)光照

强度下,小天鹅和 KV642 品种的抽梗率和抽梗数

达到最大值,完成抽梗所需时间也最短。而皇后品

种则需要更强的光照,需达到 500 μmol/(m2

·s)。研

究结果说明不同品种蝴蝶兰所适应的光照强度存

在差异。为更精确地获得植株所需的光照量,植

物生长发育模型常使用日累计光照量(DLI)代替

光强作为光参数[35]。适宜的 DLI 值能够改善蝴蝶

兰植株的生长和发育,缩短抽梗时间。KATAOKA

等[7]分别给予蝴蝶兰 DLI 为 0.6、4.3 mol/(m2

·d)

的光照,当 DLI 为 0.6 mol/(m2

·d)时,由于蝴蝶兰

的光能供给不足,与 4.3 mol/(m2

·d)的高光照水平

相比,植株抽梗延迟 47 d。这与 LEE 等[36]的研究

结果一致,蝴蝶兰的生长和成花均受 DLI 水平的

影响,提高 DLI 水平有助于蝴蝶兰营养期生物量

的积累,从而加速打破腋芽休眠,提高抽梗率和

花梗数量。综上,诱导低温和适宜的光照强度可

以使蝴蝶兰的光合性能增加,有利于花梗生成。

CHORY[37]通过研究表明,蓝光和红光被认为

是促进大多数植物生长的最佳光源,并且是光合

碳同化的基本能量来源。在蝴蝶兰的生产中,为

了促进植株的生长发育,人们通常使用不同的光

源进行补充。研究表明,红光有利于蝴蝶兰花梗

的形成,而蓝光则促进叶片发育(表 3)。MAGAR

等[38]研究发现,暖光 LED 灯具中含有较多的红

光,对蝴蝶兰的成花转换起到积极的作用,花梗

的形成时间显著早于冷光 LED 灯具以及自然光

下的处理组。LEITE 等[39]测试了 3 种可以改变太

阳辐射光谱的遮阳网对蝴蝶兰生长发育的影响,

在红色遮阳网下,花梗已经形成并开花,而在蓝

色和黑色遮阳网下,花梗仍在形成中;此外,在

红色遮阳网下,每株花梗数量普遍高于其他遮阳

网下的植株。这表明,红色遮阳网对红光的吸收

第25页

第 11 期 贺雅萍等:蝴蝶兰抽梗影响因素及调控方法研究进展 2153

表 3 光环境对蝴蝶兰抽梗的影响

Tab. 3 Effects of light-environment on Phalaenopsis spiking

影响因素

Influence factor

处理条件

Treatment condition

表型变化

Phenotypic change

参考文献

Reference

光强度 强光组:150 μmol/(m2

·s);弱光组:置于尼龙布下,

光照强度约为强光组的 15%

强光组抽梗,而弱光组不抽梗 [32]

20、150 μmol/(m2

·s) 低光照下的植株的抽梗率、花梗数均低于高光照强度 [33]

100、40、15 μmol/(m2

·s) 光照强度越高,越早抽梗 [7]

光照条件分别为强光照、中度光照、弱光照 低温下(23/18、28/23 ℃),强光区植株提早抽梗且

抽梗率增加

[27]

光照条件分别为强光照、中度光照、弱光照,强、

中、弱光照强度分别为全日光的 12.0%、5.4%、2.6%

相比于中、低光照强度,高强度光照提高了花梗数 [31]

实验 1:0、8、60、160 μmol/(m2

·s);实验 2:先在

0 μmol/(m2

·s)条件下分别持续 2、4、6 周,之后转入

160 μmol/(m2

·s)光照条件

实验 1:植株仅在光照强度为 160、60 μmol/(m2

·s)

下抽梗,且光照越强,抽梗越早;实验 2:黑暗条

件下持续越久,抽梗越延迟

[30]

光质 分别置于蓝色、黑色、红色遮光网下 红色遮光网下植株的花梗生成时间早于其他遮光网

条件下的植株

[39]

分别置于暖白 LED 灯、冷白 LED 灯条件下 LED 条件下的植株花梗数量均高于无 LED 灯条件;

暖白 LED 灯比冷白 LED 灯更有利于花梗的生成

[38]

光周期 昼夜光照时间:8/16、12/12 h 23 ℃下,8 h 光照比自然昼长提早开花 5~7 d [43]

昼夜光照时间:9/15、12/12、16/8 h 短日照更有利于抽梗 [44]

昼夜光照时间:9/15、16/8 h 短日照更有利于抽梗 [42]

能够加速植株抽梗进程以及增加植株的花梗数。

在蓝色或黑色遮荫网下的植株叶片生长情况最

佳。因此,对蝴蝶兰进行光谱管理可以改善其商

业性状。在实际生产中,可以使用红色光源作为

补充光来促进蝴蝶兰的抽梗。

由于大多数蝴蝶兰品种原产于赤道附近的地

区,光周期变化不明显,被认为是一种日中性植

物,因此它们不需要特定的光周期来诱导成花转

换[40]。仅有少数的蝴蝶兰品种的成花转换受光周

期调控[41]。如在朵丽蝶兰(P. pulcherrima)催花

调控研究中发现,其抽梗时间明显受到光照时间的

影响,且短日照条件更有利于其抽梗以及生长[42]。

4 营养物质积累影响花芽萌发

虽然低温能够诱导未成熟的植株抽梗,但是

相比成熟植株,蝴蝶兰幼苗需要更长的持续低温

时间才能诱导花芽分化[45];此外,未成熟植株进

行催花调控,容易出现花梗数量减少、长度不一

等不良现象的发生,从而直接导致整体花丰度降

低[9, 46]。因此,蝴蝶兰植株必须在营养生长期达到

成熟状态,才能保证抽梗达到正常水平。成熟程

度可以根据叶片指标来判断。一般而言,当蝴蝶

兰幼苗移出培养瓶生长培养 13~15 个月,在 4~5

片发育完全的叶子、双叶展开达 30~40 cm、叶面

积达 500~800 cm2 时即为成熟状态[47-48]。在商业

蝴蝶兰栽培中,提高温度对于防止幼苗花芽提前

分化是必不可少的。研究发现,经过高温处理后,

蝴蝶兰植株在营养生长期间的生物量累积量的增

加有助于提高单株的花梗数量[44, 49]。

肥料的应用可以调控蝴蝶兰的生长和发育。

通常氮(N)肥有利于蝴蝶兰的营养生长,但浓

度过高则会抑制抽梗,而磷(P)肥和钾(K)肥

则有助于花梗生成和发育。N 浓度高于 200 mg/L

时,处理时间越长,植株叶片状态越旺盛,如叶

片数量和叶面积显著上升[50]。研究还发现,即使

在冷诱导环境下,持续施用高浓度 N 肥也会推迟

蝴蝶兰花梗的生成时间,同时抽梗率降低[51]。但

随着 N 水平的降低,蝴蝶兰花芽分化时间提前,

且植株双梗率显著提高[52-53]。在 N 的应用研究中,

WANG[54]研究发现蝴蝶兰对 N 源的反应和 N 浓度

同样敏感。蝴蝶兰根系可以直接吸收硝酸盐

(NO3-N)、铵(NH4-N)和尿素这 3 种形式中的

N。因此,提高 NO3-N 和 NH4-N 比值有利于提高

抽梗率以及缩短抽梗时间。不同肥料的配比调和

施用也对蝴蝶兰花梗的生成产生影响。在探讨不

同的 N、P、K 配比对蝴蝶兰抽梗的促进效果时,

研究发现,喷施含 P、K 水平较高,N 水平较低

的 NPK 配比肥更有利于花芽分化[13, 55]。综上,

第26页

2154 热带作物学报 第 44 卷

通过调节肥料配比和施肥时间,可以综合改善蝴

蝶兰的生长和开花品质,如在植株营养生长阶段,

可以增加 N 肥比例以加速植株成熟,从而缩短幼

年期,以降低生产时间和经济成本;而在生殖生

长阶段,则应降低 N 肥比例,同时增加 P 和 K 的

比例以促进花芽发育,缩短花梗形成时间。

5 展望

5.1 探索有效调控蝴蝶兰多花梗形成的方法

蝴蝶兰属于腋生多花序原基类兰科植物[56],

顶端分生组织能够持续分化出叶片,每片叶子基

部的叶腋处均具有腋芽。然而在开花期,大多品

种每株仅有一个腋芽萌发形成花梗,其他腋芽均

处于休眠状态[41],这严重降低了花的丰度。此外,

在当前市场上,多花梗发育通常只出现于蝴蝶兰

的小花品种中,而在蝴蝶兰大花品种中较少见。

因此,需要研究者持续探索有效提高蝴蝶兰双花

梗率甚至多花梗率的调控方法。

5.2 开展多组学联合解析蝴蝶兰花梗形成的

分子机制

多组学方法的联合可以揭示生理和环境压力

条件下的基因功能和网络[57]。在过去的几十年

里,多组学技术已广泛用于研究植物的生长发育。

通过多组学技术筛选出导致多花梗形成的关键基

因,这也是蝴蝶兰产值提升方面的一个热点问题,

如降低催梗过程的能耗。蝴蝶兰腋芽从萌发、伸

长到形成花梗是一个精细调控的过程。与拟南芥

等模式植物已经呈现出深入全面的开花调控网络

途径不同,目前蝴蝶兰只能通过过表达或基因沉

默等技术研究与成花转换相关的基因及其内在调

控通路,迄今仅通过基因沉默鉴定出调控抽梗相

关的关键基因,如 SVP、SPIK1、FTs 等,而缺乏

采用多组学技术策略进行蝴蝶兰抽梗的分子遗传

机制分析。

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第29页

热带作物学报 2023, 44(11): 21572166

Chinese Journal of Tropical Crops

收稿日期 2023-04-10;修回日期 2023-04-23

基金项目 广东省重点领域研发计划项目(No. 2022B1111040003,No. 2022B1111230001);广东省现代农业产业技术体系花卉

创新团队项目(No. 2022KJ121)。

作者简介 黎艺璇(1998—),女,硕士研究生,研究方向:兰花共生菌。*通信作者(Corresponding author):曾宋君(ZENG Songjun),

E-mail:zengsongjun@scib.ac.cn。

兜兰属植物菌根真菌研究进展

黎艺璇1,2,房 林1

,陈 红1

,李 琳1

,吴坤林1

,曾宋君1,3*

1. 中国科学院华南植物园华南农业植物分子分析和遗传改良重点实验室,广东广州 510650;2. 中国科学院大学,北京

100049;3. 中国科学院华南植物园广东省应用植物学重点实验室,广东广州 510650

摘 要:兰科兜兰属植物因其奇特的外观,观赏价值极高,具有良好的市场前景。但兜兰生长慢,生长环境要求高,

又遭到人们持续采集,野生兜兰数量稀少,现已成为世界上最濒危的物种之一。通过人工繁殖出的大量种苗能应用于

迁地保护、自然回归和商品化生产。但兜兰的人工繁殖难度大,存在种子萌发率低、生长速度慢、回归自然的种苗适

应性差等问题。菌根是植物长期在自然界生存中与真菌形成的一种共生关系。内生真菌在兜兰的生活史中扮演着重要

的角色,对种子萌发、植株生长和环境适应性均有极大帮助。研究内生真菌有助于兜兰的人工繁殖、商品化育苗及产

业化推广,也有利于兜兰属植物的自然回归和保护。本文对兜兰内生真菌特点、分离鉴定方法、内生真菌种类和作用

等研究进行综述,提出了内生真菌在兜兰属中的应用前景和未来研究方向等,以期为兜兰属植物内生真菌的研究、兜

兰种子共生萌发和商品化育苗及野生兜兰的保护提供参考。

关键词:兜兰;内生真菌;研究进展

中图分类号:S682.31 文献标识码:B

Research Advance in Mycorrhiza of Paphiopedilum

LI Yixuan1,2, FANG Lin1

, CHEN Hong1

, LI Lin1

, WU Kunlin1

, ZENG Songjun1,3*

1. Key Laboratory of South China Agricultural Plant Molecular Analysis and Gene Improvement, South China Botanical Garden,

Chinese Academy of Sciences, Guangzhou, Guangdong 510650, China; 2. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing

100049, China; 3. Guangdong Provincial Key Laboratory of Applied Botany, South China Botanical Garden, Chinese Academy of

Sciences, Guangzhou, Guangdong 510650, China

Abstract: In the Orchidaceae family, Paphiopedilum exhibits extraordinary ornamental value and promising market

prospects due to its unique appearance. However, Paphiopedilum is at risk of extinction worldwide due to slow growth

rate, high environmental demands, and continuous collection by humans. Artificial seedlings can serve as a potential

solution for ex situ conservation, reintroduction and commercial production. Unfortunately, artificial propagation is

challenged due to low seed germination rate, slow growth rate, and limited resistance to ecological environments. Mycorrhizal symbiosis between plants and fungi has played a crucial role in the natural development of Paphiopedilum,

particularly endophytic fungi, which significantly contribute to seed germination and plant growth. This article presents

an analysis of features of endophytic fungi of Paphiopedilum, methods of endophytic fungi separation, types and functions of research, and the application prospects, while also outlining future research direction for the conservation of

wild Paphiopedilum, seed germination and commercialization. This study aims to provide a comprehensive reference for

future research on Paphiopedilum conservation, seed germination and commercialization.

Keywords: Paphiopedilum; endophytic fungi; research advance

DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2023.11.003

第30页

2158 热带作物学报 第 44 卷

兜兰属(Paphiopedilum)属于兰科,全球共

有 109 种,主要分布在亚洲热带至太平洋岛屿[1]。

我国约有 34 种,主要分布在西南和华南地区的云

南、贵州、广西、广东和海南等地。兜兰的唇瓣

特化成兜状,颇似拖鞋,故又称为“拖鞋兰”或

者“仙履兰”等,其花型奇特,观赏价值极高,

是兰科植物中的珍品,具有良好的市场前景。随

着花卉市场对兜兰的需求量不断增加,近十几年

人们对野生兜兰持续采集,加上生境破坏,导致

野生兜兰数量急剧减少,兜兰属植物均被列入《濒

危野生动植物种国际贸易公约》(CITES)附录Ⅰ

而被禁止交易[2],在中国除带叶兜兰和硬叶兜兰

为国家二级保护植物外,其他种类均为一级保护

植物(2021)。而兜兰的繁殖难度大,传统繁殖主

要依靠分株来进行,繁殖系数低;目前兜兰的组

培快繁技术尚未完全成熟,大部分种类与品种均

不能利用其进行规模化生产;种子的无菌播种和

共生萌发是目前兜兰规模化繁殖的主要手段。兰

科植物种子细小且无胚乳,储藏的养分很少,自

然条件下不能自主萌发,只有通过与真菌共生获

得养分才能萌发[3]。真菌还有促进植物生长发育

的作用,在兜兰植物整个生活史中,共生真菌均

扮演着重要的角色。对兜兰共生菌的了解,可以

应用于种子萌发并促进植株生长发育,有助于解

决兜兰人工有性繁殖的难题,并改善根际环境而

促进其健康生长,对兜兰的保护和利用均具有重

要的意义。因此,越来越多专家学者开始着手于

兜兰内生真菌的研究,但由于兜兰材料珍稀,总

体研究报道还较少[2]。本文从兜兰内生真菌的特

点、分离鉴定方法、菌根真菌种类、兜兰与真菌

互作方式及应用前景等方面进行综述,对兜兰内

生真菌未来的研究方向提出建议,以期为兜兰属

植物的就地和迁地保护、种子共生萌发和商品化

生产提供参考。

1 兜兰菌根的特点

在自然界,共生菌广泛存在于动植物中,几

乎所有的兰科植物均与真菌共生形成菌根。植物

的菌根分为外生菌根和内生菌根。外生菌根一般

是指真菌在兰科植物体外生存,不侵害植物体组

织,菌丝体紧密包裹着幼嫩的根,代替根毛的作

用,扩大根系吸收面积。而内生菌根的菌丝体侵

入细胞内部,主要存在于根的皮层区域。内生菌

根又可以分为菌丝圈型和丛枝泡囊型。研究发现,

兰科菌根通常是内生菌根菌丝圈型,在植株根内

形成共生结构即菌丝团,这使兰科菌根比其他类

型的菌根有更高的菌根专一性[4]。兰科菌根形成

的标志就是皮层薄壁细胞中胞内菌丝团的出现。

菌丝团是共生结构,用于储存菌根真菌的菌丝卷,

在代谢和营养化合物的交换中起着至关重要的作

用[5]。菌丝团可以在共生体之间交换营养,通常

被植物细胞消化和吸收,提供碳、矿物质营养和

水。因此,菌丝团是菌根异养器官,对兰科植物

生长中的营养供给起着关键作用[6]。

虽然兰科菌根比其他类型的菌根有更高的菌

根专一性,但其专一性也并不绝对[7],很多因素

均会影响其专一性。兰科与菌根真菌的专一性广

义上指宿主植物可以与多种特定真菌类群共生,

宿主植物对共生真菌具有一定偏好性;狭义上指

植物具有排他性,只与一种真菌共生[8]。兰科植

物的营养类型、生态类型和地理环境分布等因素

均会影响其与共生真菌的专一性。兰科植物营养

类型分为光合自养型、完全真菌异养型和部分真

菌异养型。光合自养型往往专一性较低。菌根异

养型兰比光合自养型兰对菌根真菌专一性更高,

具有更少种类的共生菌[4, 8]。地理分布上,大陆菌

根真菌专一性较低。热带地区由于真菌种类丰富,

该地区兰科植物菌根真菌专一性也较低。而岛屿

的菌根菌专一性较高[9]。兜兰属植物生长在大陆

偏热带的地方,因此推测,兜兰属的菌根真菌专

一性较低,可以与多种真菌共生。兜兰在其原球

茎阶段专一性程度最高,在植物成年阶段时,营

养需求增加,共生真菌种类也有所增加。这与红

门兰属植物相同[10],与羊耳蒜属植物 Liparis

loeselii 情况相反[11]。

兰科的生态类型分为地生、附生和腐生三大

类。有研究表明大部分地生兰根被较薄,外皮层

无通道细胞,兰科菌根真菌菌丝通过破坏根被或

外皮层进入兰科植物皮层细胞,如建兰、墨兰和

虎头兰;而附生兰根被较厚,外皮层具有通道细

胞,兰科菌根真菌菌丝通过通道细胞进入兰科植

物皮层细胞,如卡特兰、长莲羊耳、蒜万代兰以

及石斛等[12-13]。兜兰属植物有地生型和附生型,

属于地生兰的紫纹兜兰、硬叶兜兰和麻栗坡兜兰

3 种兜兰的外皮层均不具通道细胞,属于石上附

生型的长瓣兜兰具有通道细胞。半附生型的带叶

兜兰也不具有通道细胞[14]。

对于兜兰菌根真菌的空间分布特征研究发

第31页

第 11 期 黎艺璇等:兜兰属植物菌根真菌研究进展 2159

现,在多种兜兰的根部,共生菌菌丝团通常在靠

近外皮层 3~5 层的皮层细胞中,而红旗兜兰中菌

丝团在 6~7 层细胞中[4]。菌丝在菌根中的分布不

是平均分布于整个根的横截面,而是集中在某一

区域。菌丝团有多种不同形态,新生菌丝较为疏

松,成熟的菌丝团紧密至不能辨别出菌丝,相邻

皮层细胞中的菌丝团通过菌丝相连进行营养与信

息交流。当菌丝团衰老消解时,会在皮层细胞观察

到大量淀粉粒,这些淀粉粒为植株提供养分[15-16]。

衰老的菌丝会被植物的根细胞慢慢消化和吸收,

在衰老菌丝被吸收后又会形成新的菌丝团。在植

株整个生长发育过程中,菌丝不断被消化吸收又

重新形成,这也是兰科植物和内生真菌相互作用

的证据之一。

通过对硬叶兜兰菌根切片进行观察分析,发

现菌丝随着根毛进入根被。横向上,菌丝团数量

在皮层细胞中最多,逐渐向外皮层和内皮层减少,

内皮层和中柱无菌丝。菌丝团在细胞中多存在于

细胞核附近[14]。外皮层细胞中的菌丝团活力最

高,向内逐渐降低。纵向上,硬叶兜兰根的上中

下部分均有分布真菌,真菌从根中部入侵向两头

蔓延,根尖和根中部共生菌种类最多,根中部的

共生菌数量最多。菌根真菌的种类和数量也会随

着根龄变化,在 1~3 年的根中,真菌数量和种类

在 2 年生根中最多,1 年生根中最少。菌丝团的

活力随着根龄的增加反而降低[17]。

2 兜兰共生真菌分离鉴定

2.1 共生菌分离技术

进行内生菌分离培养时,选择的消毒试剂和

消毒时间应根据具体的种、生长环境和材料的幼

嫩等情况而定。消毒时间太短不能将表面污染杂

菌消灭干净,消毒时间太长可能对根组织及内生

真菌产生伤害。田凡等[18]通过单菌丝团分离法对

硬叶兜兰菌根真菌进行分离,发现菌丝团恒温培

养 12 h 后萌发率高且污染少,此时是进行镜检的

最佳时间;经升汞处理 2~3 min 后根段的污染最

小,但还是存在 26.7%的污染率。王晓国等[19]通

过 75%酒精和 10%次氯酸钠设定不同的消毒时

间,发现分离出的真菌数量和种类也不完全相同,

75%酒精消毒 4 min,10%次氯酸钠消毒 2 min 时

分离得到的菌株数目最多,但只有 1 个属;当 75%

酒精消毒 8 min,10%次氯酸钠消毒 8 min 后可分

离得到 3 个属的真菌,比较适合带叶兜兰的真菌

分离。

菌根真菌的分离方法主要有原生地共生萌发

法、组织切片分离法、菌丝团分离法、倾注混匀

法和单菌丝团分离法等[20]。兰科植物的菌根真菌

与其他植物菌根真菌最大不同在于除了与成年植

株根共生外,兰科植物种子萌发必须依靠相关共

生真菌才能完成。对兰科植物种子萌发阶段的共

生真菌分离多采用原地共生萌发技术,即原生境

种子诱捕法(ex situ seed baiting technique)。该方

法将兰科植物的种子套袋后埋在其原来生境中进

行萌发试验,待其萌发后从原球茎中定向分离菌

根真菌[21],利用此方法分离到的真菌一般只对种

子萌发起作用且专一性强。在此基础上改造而来

的实验室种子诱捕法是指将原生境的枯枝落叶、

土壤等基质取回实验室,在实验室内进行种子播种

诱捕[22],此方法比原生境种子诱捕法更为方便。

对兰科植物菌根真菌的分离,传统的组织切

片分离法是最早使用的方法,即将洗净消毒后的

根段切成薄片置于培养基上,用菌丝尖端挑取法

将根皮层细胞中长出的菌株分离,不断纯化。利

用这种方法常因分离到的真菌不能确定是否为

菌根真菌,需通过回接实验或共生萌发实验才能

验证。另外,在真菌分离过程中常由于表面消毒

不彻底、易污染而混入表面微生物,分离效率也

较低[7]。

目前,兰科菌根的分离大多依靠单菌丝团分

离法,该方法是根据兰科菌根真菌在原球茎细胞

内或根部皮层细胞中形成的特殊菌丝团结构而设

计出的方法,通过该方法能够得到真正的菌根真

菌。首先将根段进行表面消毒,刮取细胞内部菌

丝团,配制成菌丝团悬液,将悬液转入离心管孵

育 4~24 h,然后在显微镜下用移液枪吸取 50 μL

包含萌发的菌丝团悬液至培养皿。这种方法可以

尽量避免根部表面真菌以及根内真菌的污染,但

需要严格的无菌条件和熟练的挑取菌丝的技术和

合适的工具,孵育时菌丝团容易结合到一起而很

难分开。针对这些缺点,孙晓颖[14]利用带叶兜兰

对该方法进行了改良,无需菌丝团孵育和显微镜

下操作,同时减少了菌丝团悬液滴加量,控制了

细菌生长。研究结果显示用菌丝团分离法比单菌

丝团分离法简单,无需恒温培养并减少了污染,

效果较好,分离得到较多的纯菌株数和较少的伴

有细菌的菌株数。孙晓颖[14]用 1/5 PDA 培养基、

FIM 培养基、POA 培养基培养带叶兜兰菌根真菌

第32页

2160 热带作物学报 第 44 卷

时,发现在相对贫瘠的 1/5 PDA 培养基上菌根真

菌分离效果最好。

由于单菌丝团分离法操作复杂,目前兜兰属

植物菌根真菌的分离多使用组织切片法。另外,

并非所有菌根真菌均能在体外条件下生长[23],在

无菌条件下鉴定兜兰菌根真菌菌根生态具有限制

性。因此,兜兰菌根相互作用的研究还需要通过

非培养依赖性方法鉴定菌根真菌[7]。

2.2 共生真菌鉴定技术

共生真菌鉴定的传统方法是形态学方法,根

据培养出来的菌落特征和显微形态,结合文献资

料,综合对比真菌特征,进行初步地分析、分类

和鉴定,但此方法大多只能鉴定到属,而不能鉴

定到种,虽已被普遍认同但存在较大局限性。另

外,兜兰菌根真菌多数是胶膜菌科,人工培养下

难以生长出孢子,使鉴定更加困难。目前,共生

真菌的鉴定除形态学方法外,分子生物学技术的

应用也成为真菌分类鉴定的主要发展方向。目前

r DNA-ITS 序列分析与传统形态学相结合的方法

已成为主流,并成功鉴定出多种兜兰的菌根真菌。

即通过提取菌根真菌的 DNA,采用 ITS 引物,PCR

扩增后测序,测序结果在 GenBank 中利用 BLAST

与已知序列比对,从而鉴定出真菌[14, 24-25]。但

r DNA-ITS 序列分析方法也存在一定局限性,其

结果只能将大部分的菌株鉴定到属也不能鉴定出

种,其原因是因为 GenBank 中兰科菌根真菌的已

知序列少,比对时相似序列较多。但随着数据库

的不断丰富,将来相似的序列会越来越多,结合

其他序列进行比对鉴定是将来的发展趋势[26]。另

外,其他一些分子生物学技术也应用于兰科植物

共生菌的分类鉴定上,如 DNA 分析、同工酶图

谱分析、核酸杂交和杂交瘤等技术[27],未来也可

以应用于兜兰植物菌根鉴定分类研究上。另外,

宏基因组学已成为目前国际上微生物研究的前沿

和热点领域[28],但这项技术在兰科植物菌根真菌

的研究上尚未报道。

3 兜兰共生真菌的主要类群

已报道与兰科植物形成菌根的共生真菌有 50

多个属,绝大多数已报道的兰科菌根真菌属于半

知菌亚门、丝核菌类(Rhizoctonia)和担子菌类

( Basidiomycetes ), 包 括 胶 膜 菌 科

(Tulasnellaceae)、角担菌科(Ceratobasidiaceae)、

腊壳耳科(Sebacinaceae)、红菇科(Russulaceae)

等[8],主要的属有伏革菌属(Corticium)、干菌属

( Xerotus )、杯菌属( Clitocybe )、亡革菌属

(Thanatephorus)、胶膜菌属(Tulasnella)、皮伞

菌属(Marasmius)、角担菌属(Ceratobasidium)、

密环菌属( Armillaria )、 假 密 环 菌 属

(Armillariella)、层孔菌属(Fomes)、蜡壳菌属

(Sebacina)和丝核菌属(Rhizoctonia)等[1, 29-31]。

根据生态类型,不同种类其优势共生菌群也不完

全相同,地生兰主要以胶膜菌科和角担菌科真菌

占优势。大多数的附生绿色兰科植物的共生真菌

属于角担菌科、胶膜菌科和蜡壳耳目。腐生兰共

生菌类群具有高度专一性,且与地生兰和附生兰

共生菌种类不同,其中珊瑚兰属植物仅与革菌属

真菌共生[4]。

目前,已从兜兰属植物中分离出 20 多个属的

共生真菌。菌根组合的特异性受环境条件、相邻

植物物种以及土壤中菌根真菌的丰度和分布的影

响[32],所以同种兜兰在不同地区的菌根真菌组成

也可能不完全一致。其中 YUAN 等[33]等利用分子

系统学方法,发现兜兰属菌根真菌均属于胶膜菌

科真菌,该研究得出,胶膜菌科菌种为硬叶兜兰

的优势菌种。孙晓颖等[34]为了获得种子萌发阶段

的共生真菌,利用原地共生萌发技术从带叶兜兰

中分离出瘤菌根菌(Epulorhiza sp.),并且验证了

分离得到的瘤菌根菌能促进带叶兜兰的种子萌

发;还从 5 种野生成年兜兰根部分离得到 16 株类

丝核菌,均属于胶膜菌属[14]。田凡等[35]利用形态

学特征从硬叶兜兰分离出 6 株菌根真菌,已鉴定

出的 5 株属于胶膜菌属、瘤菌根菌属和镰刀菌属

(Fusariu),1 种未鉴定。田凡等[17]利用传统形态

学结合 rDNA-ITS 序列分析从硬叶兜兰中分离出

29 株菌根真菌,共鉴定出 23 株,属于 15 个属,

有 6 株未鉴定出属,鉴定出的 14 个属为胶膜菌属、

瘤菌根菌属、镰刀菌属、丝核菌属、栓菌属

(Trametes)、附毛菌属(Trichaptum)、拟迷孔菌

属(Daedaleopsis)、小脆柄菇属(Psathyrella)、

拟层孔菌属(Fomitopsis)、毛壳属(Chaetomium)、

侧耳属(Pleurotus)、轮枝菌属(Lecanicillium)、

弯孢聚壳属(Eutypella)和 Peniophorella;分离

到的优势菌株中,有 1 1 株是胶膜菌科

(Tulasnellaceae)的瘤菌根菌属和胶膜菌属,1

株为无孢科(Agonomycetaceae)的丝核菌属。李

明等[36]从杏黄兜兰根内分离到 13 株真菌,经鉴

第33页

第 11 期 黎艺璇等:兜兰属植物菌根真菌研究进展 2161

定为镰刀菌属、组丝核菌属(Phacodium)、青霉

属(Penicillium)、木霉属(Thrichoderma)和接

台菌纲毛霉属(Mucor),其中镰刀菌和组丝核菌

为优势菌。ATHIPUNYAKOM 等[37]从同色兜兰、

边远兜兰、古德兜兰和紫毛兜兰中分离得到 6 株

瘤菌根菌,包括瘤菌根菌属中的 E. repens 和 E.

calendulina,丝核菌属中的 Rhizoctonia sp.和角菌

根菌属中的 Ceratorhiza ramicola,以及从白花兜

兰中还分离到 Trichosporiella sp.和 Waitea circinata,其中同色兜兰、边远兜兰和紫毛兜兰中均

分离到瘤菌根菌属中的 E. repens 。

NONTACHAIYAPOOM 等[38]从兜兰属中的边远

兜兰、紫毛兜兰、胼胝兜兰、红旗兜兰和苏氏兜兰

中分离得到 14 株类丝核菌属(Rhizoctonia-like)菌

株;在 3 个种中均分离到瘤菌根菌属的 E. repens,

E. calendulina 只在兜兰中分离到;胶膜菌属的

Tulasnella irregularis 和另外 4 个菌种也在兜兰中分

离到。YUAN 等[33]证明硬叶兜兰、杏黄兜兰和长瓣

兜兰的菌根真菌为胶膜菌科。王晓国等[19]从广西乐

业县的野生从带叶兜兰中分离到 63 株真菌,未鉴

定出种类的有 8 株,其余属于镰刀菌属、胶膜菌属、

轮层菌属(Daldinia)、碳团菌属(Hypoxylon)、毛

壳菌属,得到的优势菌群为镰刀菌属和轮层菌属,

其中分离到的轮层菌是在兜兰中首次报道,可能是

共生菌,也有可能是潜伏的致病菌。

从上述研究中可以看出,在多种兜兰中经常

分离到胶膜菌属、镰刀菌属、瘤菌根菌属和丝核

菌属,常见优势菌种有胶膜菌属和镰刀菌属,部

分兜兰的优势菌种还有瘤菌根菌属、丝核菌属、

组丝核菌属、轮层菌属,这说明胶膜菌属和其对

应的无性态瘤菌根菌属、镰刀菌属、丝核菌属很

可能都是兜兰植物的共生菌根真菌,有些已接回

兜兰中试验证明了其与兜兰的共生互作关系。其

中镰刀菌在多种兜兰属植物中分离到,甚至成为

优势菌株,说明镰刀菌与兜兰植物的生长有着密

切关系。镰刀菌在大多植物中是致病菌,但有研

究表明,从兰科分离到的镰刀菌可以促进铁皮石

斛种子的萌发和生长,RASMUSSEN[39]也认为镰

刀菌是兰科的菌根真菌。从表 1 可以看出,同种

兜兰在不同生长时期(种子萌发阶段和成年阶段)

和不同地区的菌根真菌不一定相同,杏黄兜兰在

种子萌发阶段只分离到瘤菌根菌属真菌,一般认

为,促进兰花种子早期萌发的共生真菌只有一种,

具有严格的专一性[34];成年阶段时,采自广西乐

业县的兰花可以分离出胶膜菌属、镰刀菌属、轮

层菌属、碳团菌属、毛壳菌属[19],但采自贵州省

兴义市的兰花只分离出胶膜菌属真菌[14]。

真菌的分类鉴定困难,还存在很多问题有待

解决。有些子囊菌门和担子菌门真菌在人工培养

下难以形成孢子,选择合适的诱导孢子形成的培

养基是菌种鉴定的一个难点。还有许多无性型丝

核菌属真菌的有性种未被鉴定。

表 1 兜兰菌根真菌种类

Tab. 1 Mycorrhizal fungi of Paphiopedilum

兜兰种类

Species of Paphiopedilum

菌根真菌属

Mycorrhizal fungi

优势菌群

Preponderant fungus

参考文献

Reference

硬叶兜兰 胶膜菌属、瘤菌根菌属、镰刀菌属、丝核菌属、栓菌属、附毛

菌属、拟迷孔菌属、小脆柄菇属、拟层孔菌属、毛壳属、侧耳

属、轮枝菌属、弯孢聚壳属、Peniophorella

瘤菌根菌属、胶膜菌

属、丝核菌属

[17]

杏黄兜兰 镰刀菌属、组丝核菌属、青霉属、木霉属、接台菌纲毛霉属 镰刀菌、组丝核菌属 [36]

带叶兜兰 胶膜菌属、镰刀菌属、轮层菌属、碳团菌属、毛壳菌属 镰刀菌属、轮层菌属

带叶兜兰(种子萌发阶段) 瘤菌根菌属 专一种

[25]

紫纹兜兰、带叶兜兰、硬叶兜兰、

长瓣兜兰、麻栗兜兰(野生成年)

胶膜菌属 胶膜菌属 [34]

同色兜兰、边远兜兰、古德兜兰、

紫毛兜兰

瘤菌根菌属、丝核菌属、角菌根菌属 [37]

边远兜兰、紫毛兜兰、胼胝兜兰、

红旗兜兰、苏氏兜兰

类丝核菌属、瘤菌根菌属、胶膜菌属 [38]

硬叶兜兰、杏黄兜兰、长瓣兜兰 胶膜菌科 胶膜菌科 [33]

白旗兜兰(种子萌发阶段) 胶膜菌科 专一种 [40]

第34页

2162 热带作物学报 第 44 卷

4 兜兰和共生真菌互作

菌根共生关系几乎伴随着兜兰属植物的整个

生活史。兰科植物的种子是所有开花植物中最小

的种子之一,其特征是一个小而未发育的胚胎,

未被胚乳包围。兜兰种子在野外生境下萌发率极

低,紫纹兜兰在自然条件下的萌发率为

1.06×10‒4

,带叶兜兰的自然萌发率为 3.8×10‒5[15],

红旗兜兰萌发率为 0.139%[15]。在自然条件下,兰

花种子需要被兼容的菌根真菌定殖才能使其种子

发芽[41]。在这个发育阶段属于完全真菌异养,兰

花直接从定殖菌丝获得水分和矿物质营养来促进

胚胎发育和植物形态建成[40],因此,菌根真菌对

兰花至关重要,尤其是在实验室和田间条件下实

现种子萌发时。一般认为,兰花种子萌发时,前

期的共生菌是专一的,即在早期的兰花原球茎中

只能分离到一种共生菌,尽管同一种类在不同环

境下所获得的促进萌发的共生真菌可能不同。但

是随着原球茎的发育,共生的真菌会越来越多,

有关兰花种子萌发共生菌专一性的机制尚不清

楚,需进一步研究。孙晓颖等[34]在带叶兜兰幼苗

中分离筛选出共生菌瘤菌根菌,利用该菌与带叶

兜兰种子在实验室内进行共生萌发试验发现,接

菌的种子胚明显膨大,平均萌发率近 60%,而对

照组无种子萌发。YANG 等[40]利用原生地的土壤

作萌发基质,在实验室利用非原地共生萌发技术,

从白旗兜兰中分离到能促进种子萌发的 2 株胶膜

菌科( Tulasnellaceae)共生真菌 GYBQ01 和

GYBQ02,利用这 2 株真菌和白旗兜兰进行共生

培养时,萌发率分别为 34.9%和 50.8%,而对照

及采用从竹叶兰中分离的共生菌则不能促进白旗

兜兰的种子萌发。一些兰花物种中能够促进种子

萌发的菌根真菌可能在进一步的发育阶段中不

起作用,这表明兰科植物生命周期中存在真菌转

变 [42-43]。在室内共生萌发试验中,登录号为

FJ7866676 的胶膜菌科真菌能促进红旗兜兰和同

色兜兰萌发至第 2 阶段,接下来可能还需要其他

真菌参与[15]。

共生菌也促进兰科植物的生长,菌根中菌丝

团用于储存兰科菌根真菌的菌丝,在代谢和营养

化合物的交换中起着至关重要的作用。菌丝团可

以在共生体之间交换营养,通常被植物细胞消化

和吸收,提供碳、矿物质营养和水。完整和降解

的菌丝团都是兰科植物的营养来源。YODER 等[44]

认为植物鲜重的增加是因为富含水分的菌丝团被

消化,即直接利用水分,或者是菌丝与土壤接触

起水分运输管道的作用而增加植物对水分的吸

收。CAMERON 等[45-46]利用同位素证实兰菌能分

解植物体外碳、氮、磷源,并由菌丝运输至小叶

斑兰(Goodyera repens)根部及植株。丝核菌(R.

solani)能将色氨酸(tryptophan)分解形成大量

的 IAA 及 IAA 前驱物 tryptophol[47],有报道指出

与丝核菌(Rhizoctonia)共同培养的原球体内具

有较高浓度的 IAA[48]。吴静萍等[49-50]从采自福建

的密花石斛(Dendrobium densiflorum)根中的镰

孢菌内发现含有赤霉素,赤霉素能促进根的生长;

还发现菌丝内含有 B2、B6,分泌物中含有 B2、

B6 和 Bc(叶酸),这些 B 族维生素有利于兰花种

子的发芽和苗的正常生长。

兜兰生长速度缓慢,成苗慢,严重限制了兜

兰产业的发展。利用菌根真菌与兜兰共生,促进

兜兰生长具有重要意义。朱鑫敏等[16]用菌株 PM-1

对 2 种兜兰进行共同培养,接菌苗的生物量以及

Ca、Mn 元素含量比对照组显著增加;菌株 PA-1

也对杏黄兜兰干物重增长有一定的促进作用;培

养基养分水平能显著影响内生真菌与兜兰的共生

关系,在营养贫瘠的培养基上真菌能促进杏黄兜

兰生长,而在营养丰富的培养基上,兜兰生长缓

慢,菌丝生长速度快至缠绕植物,导致真菌对兜

兰有毒害作用,保持真菌和兜兰适当的营养平衡

对于二者的共生十分重要。王才义等[51]从 7 种兜

兰根部分离出 8 株菌,侵染 2 种兜兰幼苗,观察

到 8 株菌中 Pwar-1 和 Ppri-1 对德氏兜兰白花变种

(Paph. delenatii fma. Album)的根数与鲜重均有

促进效果;Ppri-1 对兜兰杂交种[Paph. In-Charm

Rainbow × Paph. (Green Heron × Makuli)]的叶宽、

根数、鲜重与干重有促进效果,且叶色较浓绿,

可能是由于共生菌促进叶绿素含量提高导致叶色

较深,其余菌株对 2 种兜兰的生长无显著影响。陈

宝玲等[52]用从野生兜兰根中分离出的 4 种真菌与

带叶兜兰共生,筛选出 Cladosporium perangustum

和 Phialophora sp.对带叶兜兰的促进生长作用和

生理效应最佳,鲜重增量、过氧化物酶(POD)、

过氧化氢酶(CAT)、超氧化物歧化酶(SOD)3

种保护酶活性及叶绿素总量增长显著。

共生菌还能降低兰科发病率,增强对其他病

菌和不利生存环境的抵抗能力,间接提高幼苗的

成活率。菌根形成后,菌根真菌会释放拮抗物质,

能够有效阻止其他病原菌侵入兰根。菌根相互作

第35页

第 11 期 黎艺璇等:兜兰属植物菌根真菌研究进展 2163

用是动态的,所有变化均指向基因组和共生水平

的复杂代谢调节[53]。目前在兰科与菌根真菌互作

的内在机制方面的研究还较少。FAVRE-GODAL

等[54]推测它们互作的可能机制是:真菌通过分泌

效应物(如小抑制蛋白)来克服植物的防御机制,

真菌还分泌多种细胞壁降解酶,有助于其在兰科

植物皮层细胞内定殖[55]。兰科植物通过分泌多种

植物激素,帮助真菌定殖。兰科植物还会分泌植

物信号分子,如独脚金内酯和类黄酮等;作为回

应菌根真菌会分泌菌根因子(mycorrhizal factors),来激活植物的共同共生基因(common

symbiosis genes)。以上推测内容为在分子水平研

究共生机制提供了思路。

5 兜兰共生真菌的应用前景

在自然条件下兰科植物种子只有通过与相应

真菌共生,从真菌中获取营养才可使种子萌发;

而菌根化育苗有利于改善根际环境,加快兰科植

物生长速度,增加植株的抗病能力,对野生兜兰

种群保护与恢复也具有重要意义。

兰花菌剂是利用兰科植物菌根的真菌孢子、

菌丝等经过人工繁殖,加工配制而成,可以直接

用于植株接种。李明等[36]初步探究了兜兰菌根真

菌菌剂的应用,将 3 种组丝核菌制成菌剂,施入

杏黄兜兰根部,对杏黄兜兰产生了一定的促生长

效果,植株的重量得到了提高;特别是从萌发的

原球茎中分离出共生萌发真菌制成真菌菌剂直

接拌种,能加快兜兰繁殖速度并降低无菌播种的

成本。

另外,在其他兰科植物种子萌发和幼苗发育

的原位调查中,通过将种子“包”埋在离成体植

物相邻或不同距离的地方,对研究兰科植物菌根

真菌接种量和微生境特异性非常有效[56]。WANG

等[57]建立了一种对铁皮石斛(Dendrobium officinale)和金钗石斛(D. nobile)进行原位种子诱

捕的新方法,利用种子包来评估兰花种子在土壤

中的发芽情况,可定位、收集,并确定在野生环

境中与兰花生命周期有关的特定真菌,研究它们

在自然野外条件下与兰花的关系。这些信息将对

未来兰科植物生产和重新引入至关重要,应用此

类技术对兜兰野生种群的保护与恢复具有重要

意义。

目前关于兜兰菌根真菌的研究还处于初级阶

段,对兜兰的共生真菌研究主要集中在分离与鉴

定,而对共生萌发体系的建立研究与菌根育苗研

究还较少,还有很多问题有待解决,如兜兰菌根

真菌多为人工培养下难以生长出孢子的胶膜菌

属,对于菌根真菌有效的分离方法、分离出的真

菌的准确鉴定方法还需进一步优化。另外,真菌

入侵机制、真菌种子共生萌发真菌的高度专一性

机制、兜兰共生菌的特异性以及兜兰的共生萌发

比大部分兰科植物难度更大的原因等,这些均还

需专家学者不断地深入研究。

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COUTINHO P M, DE VRIES R P, FERREIRA P,

FINDLEY K, FOSTER B, GASKELL J, GLOTZER D,

GÓRECKI P, HEITMAN J, HESSE C, HORI C, IGARASHI

K, JURGENS J A, KALLEN N, KERSTEN P, KOHLER A,

KÜES U, KUMAR T K A, KUO A, LABUTTI K,

LARRONDO L F, LINDQUIST E, LING A, LOMBARD V,

LUCAS S, LUNDELL T, MARTIN R, MCLAUGHLIN D J,

MORGENSTERN I, MORIN E, MURAT C, NAGY L G,

NOLAN M, OHM R A, PATYSHAKULIYEVA A, ROKAS

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SAMEJIMA M, SCHMUTZ J, SLOT J C, ST JOHN F,

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热带作物学报 2023, 44(11): 21672178

Chinese Journal of Tropical Crops

收稿日期 2023-07-26;修回日期 2023-09-12

基金项目 中央级公益性科研院所基本科研业务费专项(No. 1630032022002);海南省自然科学基金高层次人才项目(No. 321RC

648)。

作者简介 武美卿(1999—),女,硕士研究生,研究方向:观赏园艺学。*通信作者(Corresponding author):李崇晖(LI Chonghui),

E-mail:blchh@sina.com;余文刚(YU Wengang),E-mail:yuwg2008@hainanu.edu.cn。

基于广泛靶向代谢组学技术的不同花色秋石斛中花青素

差异分析

武美卿1,2,廖 易2,3,陆顺教2,3,殷涵泰1,2,余文刚1*,李崇晖2,3*

1. 海南大学热带农林学院,海南海口 570228;2. 中国热带农业科学院热带作物品种资源研究所/农业农村部华南作

物基因资源与种质创制重点实验室/海南省热带作物资源遗传改良与创新重点实验室,海南海口 571101;3. 海南省热

带观赏植物种质创新利用工程技术研究中心,海南儋州 571737

摘 要:为了深入研究不同花色秋石斛品种花青素合成途径的差异性,本研究利用广泛靶向代谢组学技术对蓝紫色、

浅桃红色、红色、紫红色和深紫红色 5 个不同花色秋石斛品种的花青素苷组成和含量进行了分析。结果表明:从供试

秋石斛中共鉴定出 38 个代谢产物,主要为矢车菊素(Cy)、芍药花素(Pn)、天竺葵素(Pg)、飞燕草素(Dp)和矮牵

牛素(Pt)的糖苷及其酰基化衍生物。5 个秋石斛品种中花青素苷组成和含量存在显著差异。代谢物差异分析表明,紫

红色花中 Cy 和 Dp 型糖苷显著高于浅桃红色花(P<0.05);蓝紫色花的差异花青素中 3 种 Dp 型糖苷含量均显著高于其

他颜色;仅筛选出 1 种 Cy 型糖苷在浅桃红色花中富集。绝大多数样品的 Cy 型糖苷含量最高,随着 Cy 和 Dp 及其衍生

物含量增加,花色会加深并转向红紫色,推测 Cy 型糖苷使秋石斛偏向紫红色,而 Dp 糖苷赋予秋石斛蓝紫色调。基于

以上结果推测秋石斛存在上述 5 种花青素苷的酰基化修饰途径,研究结果可为秋石斛花色形成机制和花色改良提供依据。

关键词:秋石斛;花色;代谢组;花青素

中图分类号:S682.31 文献标识码:A

Metabolomics Analysis of Anthocyanin in Different Flower Colors of

Phalaenopsis-Type Dendrobium

WU Meiqing1,2, LIAO Yi2,3, LU Shunjiao2,3, YIN Hantai1,2, YU Wengang1*, LI Chonghui2,3*

1. College of Tropical Agriculture and Forestry, Hainan University, Haikou, Hainan 570228, China; 2. Tropical Crop Germplasm

Research Institute, Chinese Academy of Tropical Agricultural Sciences / Key Laboratory of Crop Gene Resources and Germplasm

Enhancement in Southern China, Ministry of Agriculture and Rural Affairs / Key Laboratory of Tropical Crops Germplasm Resources Genetic Improvement and Innovation of Hainan Province, Haikou, Hainan 571101, China; 3. Hainan Provincial Engineering

Technology Research Center of Tropical Ornamental Plant Germplasm Innovation and Utilization, Danzhou, Hainan 571737, China

Abstract: In order to further investigate the anthocyanin biosynthetic pathway in Phalaenopsis-type Dendrobium (Den-Phals)

varieties with different flower color, this study used widely targeted metabolomics technology to analyze the anthocyanin

composition and content of five Den-Phals varieties with blue-purple, light peach-red, red, purple-red and deep purple-red

floral color, respectively. The results showed that a total of 38 metabolites were identified from the tested Den-Phals, most of

which were glycosides and acylated derivatives of cyanidin (Cy), peonidin (Pn), pelargonidin (Pg), delphinidin (Dp) and petunidin (Pt). There were significant differences in the composition and content of anthocyanin in five Den-Phals varieties.

Metabolite difference analysis showed that Cy and Dp glycosides in purple flowers were significantly higher than those in

light peach red flowers. The contents of three Dp-type glycosides in blue-purple flowers were significantly higher than those in

other colored varieties. Only one Cy-type glycoside was screened out, and the content of which in light pink flowers was high.

第40页

2168 热带作物学报 第 44 卷

The content of Cy-type glycosides was the highest in most samples. With the increase of cyanidin and delphinidin and the

derivatives, the color of flowers deepened and turned to red-purple. It was speculated that Cy-type glycosides made Den-Phals

tend to purple while Dp glycosides gave Den-Phals a blue-purple tone. Based on the above results, it is speculated that there

are acylation synthesis pathways of the above five anthocyanins in Den-Phals, which can provide a basis for flower color formation mechanism and flower color improvement of Den-Phals.

Keywords: Phalaenopsis-type Dendrobium; flower color; metabolome; anthocyanins

DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2023.11.004

花色是观赏植物极为重要的观赏性状之一。

植物花色的呈现受花色素种类和含量、色素在花

部组织中的分布、液泡 pH、辅助色素、金属离子

络合、表皮细胞形状等的影响,其中色素的种类

和含量是首要因素[1]。花青素苷(anthocyanin)

赋予观赏植物从粉红、红、紫红到蓝颜色变化,

其基本结构是 2-苯基苯并吡喃的糖基化多羟基或

聚甲氧基衍生物。常见的花青素苷为以天竺葵素

(pelargonidin, Pg)、矢车菊素(cyanidin, Cy)、

飞燕草素(delphinidin, Dp)、芍药花素(peonidin,

Pn)、矮牵牛素(petunidin, Pt)和锦葵素(malvidin,

Mv)6 种花青素苷元糖苷化修饰后产生,进而可

以发生酰基化修饰[2]。Pg 类色素为橙红色调,Cy

类色素为深红色调和 Dp 类色素为蓝色调提供了

基础[3]。研究花色素组成和含量是解析花色形成

和变异机理,定向改良花色的前提。

石斛兰为兰科(Orchidaceae)石斛属(Dendrobium)植物,广泛分布于热带及亚热带地区,拥

有大量原生种和人工杂交种,极具观赏价值[4]。秋

石斛是以蝴蝶石斛(Den. phalaenopsis Fitzg.)为主

要亲本杂交而成的蝴蝶石斛系(Phalaenopsistype)[5]。因其花形俏丽、花色鲜艳和瓶插期长等

优良特性,成为热带兰中极为重要的盆花和切花

产品[6]。商品化秋石斛花色单一,以紫红色系为主,

缺少亮橙、火红、天蓝等花色[5, 7]。其色素组成主

要有两大类:花青素苷使花色呈现紫红、蓝紫、

粉红等颜色[7-8];类胡萝卜素使花色呈黄绿色、金

黄色等[9];二者共同作用产生棕色[5, 7]。长期以来,

对秋石斛花青素苷组成了解极少,仅从其花中分

离并鉴定到 4 种 Cy 型酰基化的花青素苷[10-12],

在苷元水平,秋石斛的近缘种和部分杂交种中仅

检测到 Cy、Pn 和 Pg 共 3 种类型的花青素,且以

Cy 为绝对主要色素,Pn 含量很低,而 Pg 仅存在

于极少数桃红色种质中 [7]。课题组前期利用

HPLC-MS 技术推定了几种秋石斛的花青素苷均

为 Cy 型酰基化糖苷[8],近年研究人员利用 UPLCQTOF-MS 从紫红色的三亚阳光品种中鉴定出

Cy、Pn、Dp、Pt、Mv 的 8 种 3-糖苷[13]。然而,

目前不同花色秋石斛中花青素苷的组成和含量差

异仍缺乏系统认知。

代谢组学技术在植物及其次生代谢物研究领

域中具有举足轻重的作用。对植物代谢组的研究

包括代谢物积累模式、代谢物积累的遗传基础、

功能基因鉴定、代谢途径解析及自然变异的遗传

分析等方面的研究[14]。利用代谢组学技术对植物

体内的次生代谢物进行定性定量,同时结合数据

处理软件对植物整体进行相关分析,从生物样本

中检测并筛选出具有重要生物学意义和统计学显

著差异的代谢物,从而揭示和阐明植物次生代谢

物的合成途径和代谢网络调控机制[15]。通过代谢

组技术可以鉴定观赏植物中的差异代谢物,解析花

色差异形成的机理。如 Mv 型糖苷使鸳鸯茉莉花

瓣呈蓝紫色[16],也是紫色鹿角杜鹃花瓣的关键花

青苷[17]。Pn 型糖苷是红色系长春花的呈色物质,

Dp 型糖苷的增加促使红紫色系长春花花色向紫

色转变[18]。

本研究通过花青素苷广泛靶向代谢组学研究

4 个色系 5 个秋石斛品种的差异代谢物,探究不

同花色秋石斛花青素合成的差异,旨在为秋石斛

花色形成机制和花色改良及新品种培育提供理论

依据。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 供试材料 于 2022 年 11 月采自中国热带

农业科学院热带作物品种资源研究所热带花卉研

究中心的热带兰品种资源圃,收集 5 个代表性秋

石斛品种水蜜桃(Den. Airey Peach,SMT,浅桃

红色)、红珍珠(Den. Udomsri Beauty,HZZ,紫

红色)、迷你(Den. Yaya Victoria,MN,紫红色)、

黑猫(Den. Black Cat,HM,深红色)、蓝天使(Den.

Blue Sapphire,T114,蓝紫色)。进行广泛靶向代

第41页

第 11 期 武美卿等:基于广泛靶向代谢组学技术的不同花色秋石斛中花青素差异分析 2169

谢组分析,挑选植株健壮且无病虫害的具有典型

特征的新鲜花朵,摘下花瓣、萼片及唇瓣放入 50 mL

离心管中,置于液氮干燥冷冻后,放入–80 ℃冰箱

保存。

1.1.2 代谢物提取 将新鲜样品置于液氮中研

磨,将研磨后的样品置于冷冻干燥机中冷冻干燥,

取干燥后的样品精确称量适量样本于 2 mL 离心

管中,加入 1000 μL 60%甲醇溶液(含 0.1 mol/L

盐酸和质量分数 0.1%乙二胺四乙酸二钠盐),涡

旋振荡 60 s;加入 2 颗钢珠,放入组织研磨器(美

壁 MB-96)中,50 Hz 研磨 120 s;60%超声功率在

40 ℃下超声 10 min;12 000 r/min 4 ℃离心 10 min,

取上清液 100 μL,加入 400 μL 60%甲醇溶液(含

0.1 mol/L 盐酸和质量分数 0.1%乙二胺四乙酸二

钠盐),混匀,过 0.22 μm 膜过滤,滤液加至棕色

进样瓶中,用于 UPLC-MS/MS 检测。

1.2 方法

1.2.1 色谱质谱采集条件 色谱条件:Thermo

Vanquish(Thermo Fisher Scientific, USA)超高效液

相系统,使用 ACQUITY UPLC® BEH C18(2.1 mm×

100 mm, 1.7 µm, Waters, Milford, MA, USA)色谱

柱,流速为 0.25 mL/min,柱温为 50 ℃,进样量

为 2 μL。正离子模式,流动相为 1%甲酸水(A)

和 1%甲酸甲醇(B),梯度洗脱程序为:0.0~

2.0 min,5% B;2.0~15.0 min,5%~70% B;15.0~

15.1 min,70%~95% B;15.1~18.0 min,95% B;

18.0~20.0 min,95%~5% B;20.0~25.0 min,5% B。

质谱条件:Thermo Q Exactive 质谱检测器

(Thermo Fisher Scientific, USA),电喷雾离子源

(ESI)。正离子喷雾电压为 3.50 kV,鞘气流速为

47 arb,辅助气流速为 15 arb。毛细管温度为

320 ℃,以分辨率 70 000 进行一级全扫描,一级

离子扫描范围 150~1300 m/z,并采用 HCD 进行二

级裂解,碰撞能量为 10、50、60 eV,二级分辨

率为 17 500,采集信号前 4 离子进行碎裂,同时

采用动态排除去除无必要的 MS/MS 信息。

1.2.2 花色表型的测定 利用分光色差仪(NF555

型,日本电色工业株式会社)以光源 C/2°为条件

测量秋石斛花朵的颜色[8]。每个品种选取具典型

颜色特征的花朵 3~4 朵,拆分出花瓣和唇瓣平置

于白纸上,将集光孔对准花瓣的主要显色位置进

行测量,按 CIE Lab 表色系统测定花瓣的明度

(L*

),色相 a*

、b*

值。每朵花测定 3 次,取平均

值。唇瓣同上操作。根据所测计算彩度(C)和

色相角(h),根据公式计算:C=(a*2

+b*2

)

1/2,

h=arctan(b*

/a*

)。并将其换算为红葡萄颜色指数

CIRG=(180-h)/ (L*

+C),此参数与花青素苷呈指数

关系,能很好地应用于对紫色的颜色描述[19]。

1.2.3 总花青素的提取 将收集好的秋石斛花朵

拆解出花瓣和唇瓣,用剪刀剪碎后放于培养皿中,

避光,在冷冻干燥机(Labconco Freezone Plus,

USA)中干燥 12 h 以上,取出干样,用电子天平

准确称取 0.1 g 或 0.08 g,分装至 2 mL 离心管,

每管放 2 颗钢珠,提前用液氮遇冷离心管和托盘,

放于组织研磨机(Tissuelyser-96,上海净信实业)

中 60 Hz 功率研磨约 90 s 至粉末状,取出钢珠,

将干样置于–80 ℃保存。花瓣和唇瓣各重复 3 次。

每个离心管中分装约 0.1 g 秋石斛冻干样品,再加

入 1 mL 甲醇∶盐酸∶水=70∶0.1∶29.9(V/V/V)

的提取液,涡旋 10 s 并搅拌均匀后再加入 1 mL

提取液放入超声清洗器中避光放入 4 ℃提取

24 h,取出后离心 5 min(6000 r/min),转移 300 μL

上清液至新的离心管中。加入 50 μL 氯仿以及

300 μL HCl 溶液(0.1%),剧烈震荡。再次离心

5 min(12 000 r/min),取 200 μL 上清液至酶标板

中,利用酶标仪(TECAN Spark 10 mol/L, CH)测

量在 525 nm 处供试花瓣中的总花青素苷含量(total

anthocyanins content, TA)。称取 1 mg 矢车菊素3-O-葡萄糖苷(购自北京索莱宝科技有限公司)溶

于 1 mL 上述提取液中,制备成 1 mL 的母液。将矢

车菊素-3-O-葡萄糖苷稀释成 200、100、50、25、

12.5、6.25、3.125、1.5625、0.7812 μg/mL 9 个浓度

梯度,根据吸光值绘制成标准曲线,采用半定量法

计算每 1 mg 干重花瓣或唇瓣中未经过水解处理的

花青素苷的相对含量,以总花青素苷含量表示。

1.3 数据处理

依据公共数据库 KNApSAcK 、 HMDB 、

LipidMaps、PubChem、KEGG 及诺米代谢自建物

质库(苏州帕诺米克生物医药科技有限公司)进

行物质鉴定,对样本的代谢物进行质谱定性分析,

采用 R XCMS 软件包进行峰检测、峰过滤、峰对

齐处理,得到物质峰面积列表以及对应物质的相

对含量。数据质控中过滤掉 QC 样本中 RSD>30%

的物质。采用 R 语言分别对样本数据进行主成分

分析(principal component analysis, PCA)。根据

统计检验计算 P 值,OPLS-DA 降维方法计算变量

第42页

2170 热带作物学报 第 44 卷

投影重要度(variable importance in projection,

VIP),结合差异倍数(fold change, FC)值,衡量

各花青素组分含量对样本分类判别的影响强度和

解释能力,辅助标志花青素的筛选。采用 SAS

Studio 软件 Duncan’s 法评估主要花青素代谢物含

量的差异显著性。

2 结果与分析

2.1 不同品种的花色和总花青素苷含量

5 个秋石斛品种间的花色呈显著差异,通过

对 5 个品种花瓣和唇瓣的 L*

、C 和 CIRG 颜色参

数进行分析发现,浅桃红色品种水蜜桃的花瓣和

唇瓣的 L*

值显著大于其他品种(图 1A),而其花

瓣 C 值显著小于其他品种(图 1B);紫红色品种

迷你的 C 值显著高于其他品种;深红色品种黑猫

的花瓣和唇瓣的 CIRG 指数最高(图 1C),而 C

值显著低于其他品种。

测定其盛开期花朵的总花青素苷含量结果表

明,黑猫品种的总花青素苷的含量显著高于其他

品种,其含量为其他品种的 3~10 倍;水蜜桃、迷

你和蓝天使的唇瓣的总花青素苷含量高于花瓣,

而红珍珠和黑猫品种则相反;水蜜桃品种的总花

青素苷含量最低,其花瓣和唇瓣的总花青素苷含

量分别为黑猫品种的 9.2 %和 13.8 %(图 1D)。

不同小写字母表示品种间差异显著(P<0.05)。

Different lowercase letters indicate significant difference among varieties (P<0.05).

图 1 不同品种秋石斛花瓣和唇瓣的花色和总花青素苷含量

Fig. 1 Flower color and total anthocyanin content of petals and labellums of different varieties

of Phalaenopsis-type Dendrobium

2.2 广泛靶向花青素代谢组分析

2.2.1 数据结果评估 对 5 种秋石斛盛花期花进

行靶向代谢谱分析。经色谱分离流出的组分不断

进入质谱,质谱连续扫描进行数据采集。每一次

扫描得到一张质谱图,将每个时间点质谱图中所

有离子的强度加和后连续描绘,得到总离子流色

谱图(图 2),结果显示总离子流的曲线重叠性高,

表明质谱信号稳定性较好。

2.2.2 花青素定性和定量分析 花青素鉴定首先

根据精确分子量进行确认,后续根据 MS/MS 碎片

模式对 KNApSAcK(http://metabolomics.jp)、HMDB

(https://hmdb.ca)、LipidMaps(https://lipidmaps.

org)、PubChem(https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov)、

KEGG(https://www.genome.jp)以及诺米代谢自

建标准品数据库进行算法注释获得花青素成分结

果。对 5 个秋石斛品种的花青素成分进行分析,

共鉴定出 38 种代谢物,包括 31 种花青素苷、4

种花青素元和 3 种其他花青素(表 1)。对花青素

种类与含量进行统计,14 种矢车菊素和 13 种飞燕

草素是构成这 5 个品种花青素的主要成分,可达全

部代谢物种类的 70%,其余为 2 种天竺葵素、3 种

芍药花素、3 种矮牵牛素及 3 种其他花青素(图 3A)。

第43页

第 11 期 武美卿等:基于广泛靶向代谢组学技术的不同花色秋石斛中花青素差异分析 2171

图 2 正离子检测模式的 TIC 重叠图

Fig. 2 Total ions chromatograms (TIC) of positive ion detection mode

表 1 供试秋石斛中的花青素成分

Tab. 1 The anthocyanin components in Phalaenopsis-type Dendrobium

序号

Code

代谢物

Metabolite

质荷比

m/z

保留时间

Retention

time/min

分子质量

Molecular

weight

分子式

Formula

花青素分类

Chemotaxonomic

电离模式

Precursor

type

1 矢车菊素 3-O-半乳糖苷 449.109 8.3 449.108 C21H21O11 cyanidin [M]+

2 芍药花素 3-芸香糖苷 609.178 9.3 609.182 C28H33O15 peonidin [M]+

3 矢车菊素 287.055 9.8 287.056 C15H11O6 cyanidin [M]+

4 矢车菊素 4-葡萄糖苷 449.107 5.3 449.108 C21H21O11 cyanidin [M]+

5 飞燕草素 3-半乳糖苷 465.101 8.0 465.103 C21H21O12 delphinidin [M]+

6 矢车菊素 3-芸香糖苷 595.164 8.3 595.166 C27H31O15 cyanidin [M]+

7 矢车菊素 3,5-二葡萄糖苷 611.160 7.3 611.161 C27H31O16 cyanidin [M]+

8 飞燕草素 3-槐糖苷 627.154 7.8 627.156 C27H31O17 delphinidin [M]+

9 飞燕草素 3-芸香糖苷-5-葡萄糖苷 773.205 8.0 773.214 C33H41O21 delphinidin [M]+

10 飞燕草素 303.050 8.3 303.050 C15H11O7 delphinidin [M]+

11 飞燕草素 3-(6-鼠李糖基半乳糖苷) 611.160 7.7 611.161 C27H31O16 delphinidin [M]+

12 天竺葵素 271.060 10.5 271.061 C15H11O5 pelargonidin [M]+

13 天竺葵素 3-(6-丙二酰糖苷) 519.112 10.2 519.114 C24H23O13 pelargonidin [M]+

14 矢车菊素 3-半乳糖苷-5-葡萄糖苷 611.160 8.3 611.161 C27H31O16 cyanidin [M]+

15 飞燕草素 3-槐糖苷-5-葡萄糖苷 789.219 7.6 789.209 C33H41O22 delphinidin [M]+

16 矮牵牛素 3-O-β-D-吡喃葡萄糖苷 479.116 9.2 479.119 C22H23O12 petunidin [M]+

17 芍药花素 301.071 10.6 301.071 C16H13O6 peonidin [M]+

18 矢车菊素 3-半乳糖酸木糖甙 581.147 8.6 581.151 C26H29O15 cyanidin [M]+

19 飞燕草素 3-葡萄糖苷 5-咖啡酰葡萄糖苷 789.188 7.6 789.188 C36H37O20 delphinidin [M]+

20 参薯素Ⅰ 817.226 10.3 817.219 C38H41O20 other anthocyanidin [M]+

21 飞燕草素 3-(6-丙二酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷 713.150 8.3 713.157 C30H33O20 delphinidin [M]+

22 矢车菊素 3-葡萄糖基芸香糖苷 757.223 8.7 757.219 C33H41O20 cyanidin [M]+

23 矢车菊素 3-槐糖苷-5-葡萄糖苷 773.205 9.1 773.214 C33H41O21 cyanidin [M]+

24 矢车菊素 3-刺槐双糖苷 595.164 9.3 595.166 C27H31O15 cyanidin [M]+

25 飞燕草素 3-葡萄糖苷-5-(6-乙酰葡萄糖苷) 669.173 8.7 669.167 C29H33O18 delphinidin [M]+

第44页

2172 热带作物学报 第 44 卷

续表 1 供试秋石斛中的花青素成分

Tab. 1 The anthocyanin components in Phalaenopsis-type Dendrobium (continued)

序号

Code

代谢物

Metabolite

质荷比

m/z

保留时间

Retention

time/min

分子质量

Molecular

weight

分子式

Formula

花青素分类

Chemotaxonomic

电离模式

Precursor

type

26 木樨黄定 5,7-二葡萄糖苷 595.165 5.9 595.166 C27H31O15 other anthocyanidin [M]+

27 飞燕草素 3-[6-(咖啡酰葡萄糖苷)]-5-[6-(丙二

酰葡萄糖苷)]

875.178 8.2 875.188 C39H39O23 delphinidin [M]+

28 龙胆花青素 A 773.184 9.1 773.193 C36H37O19 other anthocyanidin [M]+

29 牵牛花色素 3-槐糖苷 641.166 9.1 641.172 C28H33O17 petunidin [M]+

30 飞燕草素 3-[6-(4-(咖啡酰鼠李糖基)葡萄糖

苷]-5-葡萄糖苷

935.261 7.8 935.246 C42H47O24 delphinidin [M]+

31 矢车菊素 3-(6-咖啡酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷 773.189 8.0 773.193 C36H37O19 cyanidin [M]+

32 矮牵牛花素 3-芸香糖苷-5-葡萄糖苷 787.236 9.0 787.230 C34H43O21 petunidin [M]+

33 矢车菊素 3-刺槐双糖苷-5-(6-p-对香豆素葡

萄糖苷)

903.270 8.7 903.256 C42H47O22 cyanidin [M]+

34 矢车菊素 3-(6丙二酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷 697.169 8.8 697.162 C30H33O19 cyanidin [M]+

35 飞燕草素 3-(6-丙二酰糖苷) 551.101 11.0 551.104 C24H23O15 delphinidin [M]+

36 芍药花素 3-芸香糖苷-5-葡萄糖苷 771.237 10.5 771.235 C34H43O20 peonidin [M]+

37 飞燕草素 3-[6-(4-p-对香豆酰鼠李糖基)葡

萄糖苷]5-葡萄糖苷

919.248 12.2 919.251 C42H47O23 delphinidin [M]+

38 矢车菊素 3-(6-丙二酰糖苷) 535.106 10.0 535.109 C24H23O14 cyanidin [M]+

A:花青素种类;B:花青素含量。

A: Anthocyanins classification; B: Anthocyanins contents.

图 3 花青素种类与含量统计

Fig. 3 Classification and content statistics of anthocyanins

秋石斛所含的 5 种花青素中矢车菊素含量最高,

可达所有花青素含量的一半以上,飞燕草素含量

次之,矮牵牛素、天竺葵素、芍药花素较少,其

中芍药花素含量最少,仅占所有花青素含量的

0.56%(图 3B)。

鉴定出的所有代谢物均能在 5 个秋石斛品种

中发现,但每个品种的花青素含量不同。蓝天使

品种的 Cy 型糖苷占花青素比例最高,Dp 型糖苷

则在迷你品种中相对含量最高;黑猫品种的 Cy

与 Dp 型糖苷的含量近似,而水蜜桃品种的花青

素主要由 Cy、Dp 和 Pt 型糖苷构成;与水蜜桃品

种的糖苷组成比例类似,但红珍珠品种的 Dp 型

糖苷含量较高。

2.2.3 各组样品与质控样本的主成分分析 对各

组样本与质控样品质谱数据进行主成分分析(图

4)。利用主成分分析对 15 个秋石斛样本和 3 个

QC 样本的代谢产物进行多元统计分析,显示出各

组间的分离趋势及组内差异,小组内 3 个样品被

聚集到一起,此结果表明样品重复性较好,组内

样本点距离近,一致性高;组间样本点相距较远,

分离趋势明显,差异性好。QC 样本密集分布,说

明数据可靠。

2.2.4 不同品种秋石斛的共有差异代谢物分析 通

过对鉴定出的花青素进行筛选,从鉴定列表中寻

找差异物质。选择的相关差异花青素筛选条件为

P<0.05 且 VIP>1,统计 5 个品种间的差异代谢物

数量,通过维恩图可展示各组差异代谢物之间的

关系。

第45页

第 11 期 武美卿等:基于广泛靶向代谢组学技术的不同花色秋石斛中花青素差异分析 2173

图 4 各组样品与质控样品质谱数据的 PCA 得分图

Fig. 4 PCA score of quality spectrum data of each group

and quality control samples

由共同差异韦恩图可知,蓝紫色品种蓝天

使与其余 4 个品种的共同差异代谢物共有 13 种

(图 5A)。差异代谢物整体的调控类型一致,说

明蓝紫色品种较为独特。通过对共同差异代谢物

(表 2)分析发现,其中共同上调的差异代谢物

为矮牵牛素-β-D-吡喃葡萄糖苷、飞燕草素 3-槐糖

苷、飞燕草素 3-葡萄糖苷-5-(6-乙酰葡萄糖苷)、

矢车菊素 3-葡萄糖基芸香糖苷、飞燕草苷 3-[6-

(4-p-对香豆酰鼠李糖基)葡萄糖苷]5-葡萄糖苷,

主要差异花青素由 Dp 型糖苷和 Pt 型糖苷组成,

且 3 种 Dp 型糖苷含量均显著高于其他颜色。而

矢车菊素 3-刺槐双糖苷-5-(6-p-对香豆素葡萄糖

苷)显著下调。

深红色品种黑猫与红珍珠、迷你和浅桃红色

品种水蜜桃的共同差异代谢物有 12 种(图 5B)。

筛选其共同差异代谢物可知(表 3),3 种 Dp 型

糖苷在黑猫中代谢类型为上调,另外矢车菊素 3-

图 5 秋石斛组间共同差异韦恩图

Fig. 5 Common differential metabolites Wayne diagram between Phalaenopsis-type Dendrobium groups

表 2 蓝紫色蓝天使与其他品种的共同差异代谢物

Tab. 2 Common differential metabolites of bule-pulper cultivar Den. Blue Sapphire and other cultivars

T114 vs HM T114 vs HZZ T114 vs MN T114 vs SMT

序号

Code

代谢物

Metabolite log2FC 调控类型

Regulation type log2FC 调控类型

Regulation type log2FC 调控类型

Regulation type log2FC 调控类型

Regulation type

1 矮牵牛素-β-D-吡喃葡萄糖苷 4.10 up 1.84 up 4.01 up 5.61 up

2 飞燕草素 3-槐糖苷 5.18 up 2.64 up 4.12 up 2.98 up

3 飞燕草素 3-葡萄糖苷-5-(6-乙酰

葡萄糖苷)

0.57 up 2.67 up 1.95 up 3.09 up

4 矢车菊素 3-葡萄糖基芸香糖苷 5.66 up 4.71 up 5.65 up 5.64 up

5 参薯素Ⅰ –1.72 down –3.08 down –3.11 down –4.58 down

6 飞燕草素 3-[6-(咖啡酰葡萄糖

苷)]-5-[6-(丙二酰葡萄糖苷)]

–5.56 down –1.72 down –5.22 down –4.46 down

7 矢车菊素 3-刺槐双糖苷-5-(6-p对香豆素葡萄糖苷)

–6.78 down –4.86 down –11.21 down –11.48 down

8 矢车菊素 3-半乳糖酸木糖苷 –1.01 down –1.33 down 1.19 up –1.55 down

9 木樨黄定 5,7-二葡萄糖苷 –0.50 down –1.08 down –0.79 down –1.84 down

10 矢车菊素-3,5-二葡萄糖苷 –2.48 down –2.41 down 3.16 up –1.86 down

11 飞燕草素 3-[6-(4-p-对香豆酰

鼠李糖基)葡萄糖苷]5-葡萄

糖苷

3.12 up 2.71 up –1.26 down 1.68 up

12 天竺葵素 3-(6-丙二酰糖苷) –0.79 down –1.15 down 1.48 up –0.79 down

13 飞燕草素 3-(6-丙二酰糖苷) –1.23 down 0.73 up –3.78 down –3.84 down

第46页

2174 热带作物学报 第 44 卷

表 3 深红色黑猫分别与红珍珠、迷你和水蜜桃的共同差异代谢物

Tab. 3 Common differential metabolites of dark red cultivar Den. Black Cat vs Den. Udomsri Beauty,

Den. Yaya Victoria, Den. Airey Peach

HM vs HZZ HM vs MN HM vs SMT

序号

Code

代谢物

Metabolite log2FC 调控类型

Regulation type log2FC 调控类型

Regulation type log2FC 调控类型

Regulation type

1 矢车菊素 3-(6-咖啡酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷 3.39 up 3.38 up 8.58 up

2 龙胆花青素 A 2.68 up 2.73 up 6.36 up

3 飞燕草素 3-槐糖苷-5-葡萄糖苷 3.62 up 2.71 up 12.33 up

4 飞燕草素 3-[6-(4-(咖啡酰鼠李糖基)葡萄糖

苷]-5-葡萄糖苷

1.89 up 5.88 up 2.13 up

5 芍药花素 –2.73 down –2.69 down –3.48 down

6 矮牵牛素 3-槐糖苷 –6.28 down –2.71 down –4.80 down

7 矢车菊素 3-刺槐双糖苷-5-(6-p-对香豆素葡萄

糖苷)

1.92 up –4.43 down –4.70 down

8 飞燕草素 3-(6-丙二酰糖苷) 1.96 up –2.55 down –2.61 down

9 矢车菊素 3-半乳糖酸木糖苷 –0.32 down 2.20 up –0.54 down

10 矢车菊素 3-半乳糖苷-5-葡萄糖苷 –1.25 down 5.87 up 0.39 up

11 飞燕草素 3-葡萄糖苷-5-(6-乙酰葡萄糖苷) 2.10 up 1.37 up 2.52 up

12 矢车菊素 3-(6-丙二酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷 –0.52 down 4.04 up 3.28 up

(6-咖啡酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷为构成其上调差

异花青素的主要成分。芍药花素和矮牵牛素 3-槐

糖苷是黑猫品种共同下调的差异花青素,说明二

者在深红色品种黑猫中的代谢水平低。

紫红色品种红珍珠、迷你与浅桃红色品种水

蜜桃的共同差异代谢物有 11 种(图 5C),共同差

异代谢物中上调的有 5 种(表 4),以 Cy 型糖苷

和 Dp 型糖苷为主,矢车菊素上调的种类较多,在

紫红色品种中富集矢车菊素,其中飞燕草素 3-槐糖

苷-5-葡萄糖苷的上调倍数显著高于其他代谢物。在

紫红色品种中共同下调的花青素仅有矢车菊素 3-

半乳糖酸木糖苷和木樨黄定 5,7-二葡萄糖苷。

表 4 红珍珠和迷你分别与浅桃红色品种水蜜桃的共同差异代谢物

Tab. 4 Common differential metabolites of light peach red cultivar Den. Airey Peach vs Den.

Udomsri Beauty, Den. Yaya Victoria

MN vs SMT HZZ vs SMT

序号

Code

代谢物

Metabolite log2FC 调控类型

Regulation type log2FC 调控类型

Regulation type

1 飞燕草素 3-葡萄糖苷-5-(6-乙酰葡萄糖苷) 1.15 up 0.42 up

2 矢车菊素 3-(6-咖啡酰葡萄糖苷)-5-葡萄糖苷 5.20 up 5.19 up

3 飞燕草素 3-槐糖苷-5-葡萄糖苷 9.62 up 8.71 up

4 矢车菊素 3-(6-丙二酰糖苷) 1.71 up 0.62 up

5 矢车菊素 3-芸香糖苷 1.73 up 3.29 up

6 矢车菊素 3-半乳糖酸木糖苷 –2.74 down –0.22 down

7 木樨黄定 5,7-二葡萄糖苷 –1.05 down –0.76 down

8 天竺葵素 3-(6-丙二酰糖苷) –2.27 down 0.36 up

9 矢车菊素-3,5-二葡萄糖苷 –5.02 down 0.55 up

10 矢车菊素 3-半乳糖苷-5-葡萄糖苷 –5.48 down 1.63 up

11 矮牵牛素 3-槐糖苷 –2.09 down 1.48 up

2.3 秋石斛花青素生物合成途径解析

基于以上结果推测出秋石斛花青素生物合成

途径,并根据 5 个不同品种的秋石斛花青素的相

对值为代谢水平进行聚类分析,表明不同花色秋

石斛中花青素代谢水平存在差异(图 6)。

3 讨论

本研究采用广泛靶向代谢组学技术研究了不

第47页

第 11 期 武美卿等:基于广泛靶向代谢组学技术的不同花色秋石斛中花青素差异分析 2175

不同颜色表示相对含量的大小。Cy:矢车菊素;Pn:芍药花素;Pg:天竺葵素;Pt:矮牵牛素;Dp:飞燕草素;R:芸香糖苷;G:

葡萄糖苷;Gal:半乳糖苷;S:槐糖苷;Rob:刺槐双糖苷;Lat:半乳糖酸木糖苷;Mal:丙二酰;Rha:鼠李糖;Ace:乙酰;Caf:

咖啡酰;Coum:香豆酰;CHS:查尔酮合成酶;CHI:查尔酮异构酶;F3′H:黄烷酮-3′-羟化酶;F3′5′H:类黄酮-3′,5′-羟基化酶;DFR:

二氢黄酮醇还原酶;ANS:花青素合成酶;GT:花青素葡萄糖转移酶;AT:花青素苷酰基转移酶;MT:花青素苷甲基转移酶。

Different colors indicate the relative content. Cy: Cyanidin; Pn: Peonidin; Pg: Pelargonidin; Pt: Petunidin; Dp: Delphinidin; R: Rutinoside;

G: Glucoside; Gal: Galactoside; S: Sophoroside; Rob: Robinobioside; Lat: Lathyroside; Mal: Malonyl; Rha: Rhamnose; Ace: Acetyl; Caf:

Caffeoyl; Coum: Coumaroyl; CHS: Chalcone synthase; CHI: Chalcone isomerase; F3′H: Flavanone-3′-hydroxylase; F3′5′H: Flavonoid-3′,5′-hydroxylase; DFR: Dihydroflavonol reductase; ANS: Anthocyanin synthase; GT: Anthocyanin glucose transferase;

AT: Anthocyanin acyltransferase; MT: Anthocyanin methyltransferase.

图 6 秋石斛花青素生物合成途径

Fig. 6 Anthocyanin biosynthesis pathway (ABP) of Phalaenopsis-type Dendrobium

同品种秋石斛花中花青素代谢物的组成和差异,

从代谢产物水平初步揭示了不同花色秋石斛品种

间的花色形成机制。

本研究发现秋石斛花青素苷主要是 Cy、Pn、

Pg、Dp 和 Pt 的糖基化及酰基化衍生物。相较于

KANCHIT[7]仅发现 Cy、Pn 和 Pg 三种类型的花青

素,吕晓帆等[12-13]用 UPLC-MS 鉴定出几种 3-糖

苷,本研究利用代谢组手段检测到秋石斛中更多

花青素代谢物种类,发现不同花色各种类花青素

组成比例差异,丰富了目前对其组成及含量的认

知。然而本研究鉴定出的花青素苷并不包括前人

从秋石斛中分离得到的 4 种主要成分——酰化的

矢车菊素糖苷[10-12]。而且前期研究认为桃红色种

质中的主要成分为 Pg 型花青素[20],与本研究中

浅桃红色水蜜桃由 Cy 型花青素组成不一致。笔

者将水蜜桃花青素苷水解后,利用 HPLC 仅检测

到 Pg 苷元,可见其主要花青素为 Pg 型色素。这

表明,目前流行的基于标准数据库的 UPLC-MS

方法在鉴定秋石斛花青素的组成方面存在明显不

足。其原因是数据库中构建的花青素标准品种类

有限。因此需要更多的花青素标准来补充定性分

析数据库,才能深入和准确地研究秋石斛的花青

素苷组成。

秋石斛花从小花芽到盛开过程中,花青素苷

含量呈逐渐增加的趋势,到盛开期达到峰值[21],

该时期各品种花色具有代表性,可作为花色评价

的材料。各类花青素苷含量的变化是不同花色秋

石斛品种间呈色差异的主要原因。花青素苷含量

是影响花色明暗及色调的重要因素,随着花青素

苷含量的增加,秋石斛花瓣颜色变暗,逐渐转为

紫红色和紫色[8]。本研究结果显示,矢车菊素和

飞燕草素在秋石斛花青素苷中占 70%以上。随着

供试秋石斛颜色由浅桃红、紫红向深红以及蓝紫

色变化,Cy 型和 Dp 型色素含量显著增加,由于

Cy 型色素是秋石斛呈色的主要成分[7],也是诸多

观赏植物中紫红色系花瓣呈色的物质基础[22]。由

此推测随着 Cy 型色素含量的增加,花色会加深

为深红色。

第48页

2176 热带作物学报 第 44 卷

绝大多数蓝色花是以 Dp 型色素为基础形成

的。如飞燕草素-3-O-葡萄糖苷是绣球花蓝色形成的

决定性物质,其含量变化与蓝色花的形成一致[23]。

飞燕草素-3-O-葡萄糖苷的含量与花色的深浅呈

正相关,且随着薰衣草的花发育成熟,飞燕草素3-O-葡萄糖苷的含量也逐渐增多[24]。蓝紫色秋石

斛品种蓝天使中的主要差异花青素由 Dp 型糖苷

和 Pt 型糖苷组成,且 3 种 Dp 型糖苷含量均显著

高于其他品种,Dp 的积累使花色向蓝色偏移[25],

因而推测飞燕草素赋予秋石斛的蓝紫色调。且前

人和本研究均发现秋石斛花青素苷存在普遍的酰

基化现象,酰基化也有利于花色蓝化[26]。蓝色秋

石斛的育种策略可以在专一积累 Dp 型色素的基

础上,通过辅助着色、金属络合或芳香酰基化修

饰进一步形成较为稳定的蓝色大分子,从而培育

出蓝色的秋石斛新品种[27]。

在深红色品种黑猫中共同下调的为 Pn 型色

素。而在其他观赏植物中,Pn 型色素的积累使花

色偏向蓝紫色。Pn 型色素是紫枝玫瑰花色形成紫

色的主要因素[28]。本研究中仅发现在浅桃红色品

种中下调差异花青素有 5 种,以 Cy 型糖苷和 Dp

型糖苷为主,矢车菊素下调的种类较多。秋石斛

原生种和杂交种水解后的花青素苷元中,发现以

Cy 为主,Pn 较少,而 Pg 仅能在桃红色种质中检

测到[20]。钱大伟等[29]推测天竺葵色素是锦绣杜鹃

粉花品种粉鹤花瓣呈现粉红色的主要原因。

DENG 等[30]研究发现红色非洲菊的关键花青素是

天竺葵素。对于纯红色花的育种可以降低黄酮醇

合成酶的活性,增加花青素苷的积累,减少类黄

酮-3-羟化酶的合成,阻断矢车菊素的通路,大量

积累天竺葵素。如在白色的矮牵牛中成功转化其

他观赏植物的 DFR 基因,使转基因植株的花瓣中

积累了天竺葵色素苷,花色变成了红色[31]。

由于秋石斛花青素苷的复杂性以及代谢组学

现有数据库尚不完善,代谢通路不够全面,尚未

能将秋石斛中花青素组成完全解析。随着代谢组

学技术的不断发展,鉴定与识别代谢物的能力不

断提高,将为阐明秋石斛花色的形成机理,为花

色改良定向育种提供指导。

参考文献

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略[J]. 生物技术通报, 2019, 35(11): 160-168.

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